Прикладная биохимия и микробиология, 2022, T. 58, № 4, стр. 400-413

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Кормовые добавки. В качестве кормовых добавок животного происхождения при кормлении бройлеров использовали побочные продукты птицепереработки, такие как кровь, кишечник, перо, которые подвергали кратковременному гидротермическому гидролизу (гидролизованная кормовая добавка – ГКД) [22] с последующим ферментативным гидролизом протеазами (ферментированная кормовая добавка – ФКД) [23], и рыбную муку – РМ (Марка МК – 0378, производитель “Капитан Назин”, Россия).

ГКД получали гидролизом побочных продуктов переработки птицы (перо, кишечник) в аппарате высокотемпературной обработки при 140–190°С в течение 60–90 с [22]. ФКД получали ферментацией побочных продуктов переработки птицы после гидротермической обработки [23]. Для гидролиза перьевого сырья использовали ферментные препараты Протозим С (“Биопрепарат”, Россия) и Novo-Pro D (“Novozymes”, Дания) из расчета 5–15 ед. протеолитической активности (ME) на г белка при гидромодуле 1 : 4, температуре 55–58°С, в течение 4 ч. Для ферментации кишечного сырья использовали ферментные препараты нейтраза и алкалаза (“Novozymes”, Дания) в дозе 5–10 MЕ/г белка при гидромодуле 1 : 1, температуре 50–52°С, продолжительности гидролиза 2–4 ч.

Исследования in vivo. Опыт по включению различных кормовых добавок в рацион цыплят бройлеров кросса “Смена” проводили в условиях вивария селекционно-генетического центра “Загорское Экспериментальное Племенное Хозяйство” ФНЦ ВНИТИП РАН (Россия). Для опыта были отобраны цыплята-бройлеры кросса “Смена 9” средней живой массой 43 ± 0.8 г. Из них было сформировано случайным образом 4 группы по 35 голов в каждой.

Контрольная группа № 1 получала основной рацион без добавления кормовых добавок животного происхождения (табл. 1), а контрольная группа № 4 – основной рацион с добавлением рыбной муки. Опытные группы №№ 2 и 3 дополнительно к основному рациону до конца периода выращивания получали экспериментальные кормовые добавки (табл. 2). В опытной группе № 2 в качестве кормовой добавки использовали гидролизат побочных продуктов переработки птицы, полученный методом кратковременной высокотемпературной обработки (ГКД, гидролизованная кормовая добавка). В опытной группе № 3 – ферментированный гидролизат побочных продуктов переработки птицы (ФКД). Масса потребленного протеина в составе белковых добавок – 1.6 кг на 1 кг живой массы птицы.

В возрасте 38 дней были отобраны по 3 средних по живой массе бройлера из каждой группы. С целью оценки мясных качеств тушки цыплят после обескровливания подвергали анатомической разделке согласно методике [24]. После анатомической разделки были отобраны образцы мышечной ткани бедра и грудки цыплят бройлеров, проанализированы их физико-химические свойства (рН, содержание белка, жира, влаги и золы, ВУС), белковый состав и антиоксидантная емкость.

Содержание белка определяли согласно ISO 5983-1:2005; жира по ISO 6492:1999; влаги – по ISO 6496:1999; золы по ISO 5985:2002 и рН по ISO 2917:1974. ВУС определяли методом Грау-Хамма в модификации Журавской [25].

Протеомный анализ экстрактов мышечной ткани бройлеров. Анализ проводили методом двумерного электрофореза с масс-спектрометрической идентификацией отдельных белковых пятен. Использовали образцы мышечных тканей грудки и бедра бройлеров 4-х экспериментальных групп (табл. 3).

Для получения белковых экстрактов мышечные ткани бедра и грудки бройлеров измельчали в блендере (“Selecline”, Китай) в течение 5 минут до гомогенного состояния. Затем навеску измельченной мышечной ткани (100 мг) гомогенизировали с использованием гомогенизатора Поттера в 400 мкл лизис-буфера следующего состава (%): дитиотреитол (DTT, “Merck”, Германия) – 1; 3‑(3-холамидопропил) диметиламмоний-3-пропансульфонат (CHAPS, “VWR Chemicals”, США) – 4; амфолины 3/10 (“Serva Electrophoresis”, Германия) – 5; 7 M мочевина и 2 M тиомочевина (“GE Healthcare”, США). Полученный экстракт центрифугировали в течение 10 мин при 800 g, отбирали надосадочную жидкость и хранили при температуре –73°С до проведения анализа.

Двумерный электрофорез (2-DE). 2-DЕ электрофорез проводили по О’Фарреллу с изоэлектрофокусированием в амфолиновом градиенте рН 3–10 (“Serva Electrophoresis”, Германия), как было описано ранее в [26], на системе PROTEAN II xi 2-D Cell (“Bio-Rad”, США). Количество образца составляло 70 мкг белка на трубку. Электрофорез полученных после изоэлектрофокусирования образцов проводили в градиентном акриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия (ДДС-Na, 7.5–25%) при напряжении 300 В. Перед нанесением на второе направление образцы инкубировали 20 мин в растворе, содержащем дитиотреитол (мочевина – 6 М, ДДС-Na – 2%, DTT – 10 мМ, трис-HCl – 0.5 M, pH 6.8) для предотвращения окисления сульфгидрильных групп в белках. Для визуального анализа распределения белковых компонентов и масс-спектрометрического анализа гели окрашивали раствором AgNO₃ или Brilliant Blue R Staining Solution (“Sigma”, США).

Для получения белковых карт, использовали систему гельдокументирования Infinity1000/26MX (“Vilber Lourmat”, Франция). Анализ белковых карт проводили при помощи программного обеспечения ImageMaster 2D Platinum, v.7 (“GE Healthcare”, США).

Масс-спектрометрический анализ белков. Для масс-спектрометрического анализа вырезали кусочки геля размером 3–4 мм³, соответствующие белковым пятнам, и дважды промывали для удаления красителя в 100 мкл 40%-ного раствора ацетонитрила в 0.1 М NH₄HCO₃ в течение 20 мин при 37°С. После удаления раствора, добавляли 100 мкл ацетонитрила для дегидратации геля. После удаления ацетонитрила и высушивания геля, добавляли раствор модифицированного трипсина (“Promega”, США) в 0.05 М NH₄HCO₃ с концентрацией 15 мкг/мл. Гидролиз проводили в течение 8 ч при 37°С, затем к раствору добавляли 0.5%-ную трифторуксусную кислоту (ТФУ) в 10%-ном водном растворе ацетонитрила. Раствор, содержащий гидролизат белка, использовали для масс-спектрометрического анализа. В качестве матрицы использовали раствор 2,5-дигидроксибензойной кислоты (“Aldrich”, США) 10 мг/мл в 20%-ном водном ацетонитриле и 0.5%-ной ТФУ.

Масс-спектры были получены на MALDI-времяпролетно-времяпролетном масс-спектрометре Ultraflex II (“Bruker”, Германия), оснащенном УФ-лазером в режиме положительных ионов с использованием рефлектрона. Точность измеренных масс моноизотопов после докалибровки по пикам автолиза трипсина составляла 0.005% (50 ррm). Спектры получали в диапазоне масс 700–4500 m/z, выбирая мощность лазера оптимальную для достижения наилучшего разрешения. Для получения спектров фрагментации использовали тандемную масс-спектрометрию MALDI TOF/TOF-MS, точность измерения фрагментных ионов была не ниже 1 Да.

Обработку масс-спектров осуществляли с помощью программного пакета FlexAnalysis 3.3 (“Bruker Daltonics”, Германия). Идентификацию белков проводили при помощи программы Mascot (www.matrixscience.com). Для этого, используя опцию “пептидный фингерпринт”, проводили поиск в базе данных NCBI (www.ncbi.nlm.nih.gov) среди белков всех организмов с указанной выше точностью, с учетом возможного окисления метионинов кислородом воздуха и возможной модификации цистеинов акриламидом геля. Кандидатные белки, имеющие параметр достоверности score >76 в базе данных NCBI считали определенными надежно (p < 0.05), белки, имеющие параметр достоверности score >50, считали вероятными. С использованием программного обеспечения Biotools 3.2 (“Bruker Daltonics”, Германия) проведен поиск по объединенным результатам.

Определение in vitro антиоксидантной емкости (АОЕ) в гомогенатах мышечной ткани бедра и грудки цыплят бройлеров. Для определения АОЕ гидрофильных компонентов тканевых экстрактов, 200 мг ткани грудной мышцы или бедра птицы помещали в пластиковую пробирку, добавляли 8 мл 11.5%-ного раствора хлорида калия. Гомогенизацию проводили в течение 5 мин при температуре 4°С в гомогенизаторе Silent Crusher S, снабженным насадкой 7F (“Heildolph”, Германия) при скорости 75  000 об./мин. Гомогенат центрифугировали в течение 20 мин при 30 000 g и температуре 4°С. Надосадочную жидкость отделяли и разводили в 50 мМ фосфатно-солевом буфере, рН 7.4, в 15–25 раз.

Анализ антиоксидантной емкости гомогенизированных образцов мяса грудной мышцы и бедра птицы измеряли по отношению к пероксильному радикалу. Пероксильный радикал генерировался непосредственно в реакционной среде при термическом распаде азосоединения 2,2'-азобис(2-метилпропионамидина) дигидрохлорида (ААРН, “Sigma”, США), которое инициировалось инкубацией при 37°С в течение 10 мин [27]. АОЕ гидрофильных компонентов экстрактов мышечной ткани птицы по отношению к пероксильному радикалу выражали в мкмоль эквивалентов тролокса (ТЭ) в расчете на г ткани. Кинетику уменьшения флуоресценции регистрировали в течение 1 ч с интервалом измерений 60 сек на фотометре-флуориметре BioTek Synergy 2 (“BioTek”, США), в режиме регистрации интенсивности флуоресценции (длина волны возбуждения – 485 нм, длина волны испускания – 528 нм).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Физико-химические свойства грудных и ножных мышц птицы. Результаты оценки влияния скармливания белковых кормовых добавок на физико-химический состав грудных и ножных мышц цыплят-бройлеров представлен в табл. 3. По показателям рН грудных и ножных мышечных тканей после забоя и анатомической разделки тушек не обнаружено принципиальных различий в группах. Между тем в группах 2–4 цыплят-бройлеров наблюдалась общая закономерность снижения количества общей влаги по сравнению с контрольной группой 1, при этом в грудных мышцах содержание влаги было меньше контроля в группах 2 и 3, а в ножных мышцах – в группах 2 и 4. Содержание жира в грудных мышцах опытных птиц в группах 2–4 было достоверно ниже (примерно на 28%) относительно контрольной группы 1. Также содержание жира в ножных мышцах опытной группы 3 было ниже контрольной на 16%. В то же время в группах 2 и 4 содержание жира в ножных мышцах было выше на 26 и 46% соответственно по сравнению с контрольной группой 1.

Показано повышение содержания сырого протеина в грудных мышцах цыплят-бройлеров трех групп (группы 2, 3 и 4) примерно на 3.4%, в сравнении с контролем (группа 1). В то же время суммарное содержание белка в ножных мышцах цыплят из опытной группы 3 было выше на 4.3% по сравнению с остальными группами, что, по-видимому, является следствием увеличения усвоения белка у цыплят этой группы, получавших белковую кормовую добавку ФКД (табл. 3).

ВУС грудных и ножных мышечных тканей в опытной группе 3 была самой высокой среди всех групп и превосходила аналогичный показатель групп 1 и 4 на 8.4% для грудных мышц и на 4.7% для ножных мышц. Значение ВУС грудных мышц птицы, получавшей рацион с ГКД (группа 2), также было выше показателей групп 1 и 4 на 3.2%. Однако значение ВУС ножных мышц птицы из группы 2 имело близкие с контрольной группой 1 значения и несколько уступало значениям в группе 4.

Мясо птицы является наиболее полноценным и диетическим продуктом по сравнению с мясом других сельскохозяйственных животных, так как в нем содержится больше полноценных и меньше трудно усваиваемых белков (коллагена и эластина), что обусловливает его высокую питательную ценность. Увеличение содержания белка в мышечных тканях цыплят-бройлеров группы 3 повышало питательную ценность мяса птиц этой опытной группы. При этом показатели ВУС грудных и ножных мышечных тканей у данной опытной группы самые высокие, что свидетельствовало также о повышении качества мяса птиц, получавших рацион с кормовой добавкой ФКД.

Таким образом, показано, что включение в рацион цыплят-бройлеров кросса “Смена 9" экспериментальной кормовой белковой добавки ФКД наиболее существенно влияло на физико-химический состав мышечной ткани, по сравнению с ГКД и РМ, что в свою очередь положительно сказывается на питательной ценности и качестве мяса.

В настоящее время для исследования качества мяса и поиска биомаркеров, характеризующих его вкусовые качества, такие как нежность и влагоудерживающую способность, активно применяют протеомные методы [28, 29]. Кроме того, протеомика позволяет определять модификацию белков мышечных тканей, а именно фосфорилирование, окисление, деградацию и денатурацию [30]. В связи с этим в работе был изучен белковый состав образцов мышечных тканей птицы из разных групп и проведен их сравнительный анализ.

Фракционный состав белковых экстрактов грудных и ножных мышц птицы. В ходе исследования были получены протеомные карты образцов тканей грудных (pectoralis muscle) и ножных (femoralis muscle) мышц бройлеров (белое и красное мясо птицы соответственно) при различных рационах кормления (рис. 1 и 2).

Рис. 1.

Протеомный профиль образцов грудных мышц бройлеров групп 1(а), 3 (б), 2 (в) 4 (г). Черным обозначены белки, характерные для всех образцов, зеленым – присутствующие не во всех образцах, красным – уникальные; М – маркер молекулярной массы.

Рис. 2.

Протеомный профиль образцов ножных мышц бройлеров групп 1(а), 3 (б), 2 (в) 4 (г). Черным обозначены белки, характерные для всех образцов, зеленым – присутствующие не во всех образцах, красным – уникальные; М – маркер молекулярной массы.

Белковые фракции характеризовались различными изоточками рI и различными молекулярными массами. Фракционирование образцов методом двумерного электрофореза позволило идентифицировать до 150 белковых фракций (основные представлены в табл. 4). Большинство триптических спектров белков соответствовали последовательностям, существующим в базах данных для цыпленка (Gallus gallus), однако для некоторых гомологи были найдены у других видов. Среди идентифицированных белков более половины (61%) составляли белки структурной функции, в том числе фибриллярные белки: актин, миозин, тропомиозин и тропонин, также были идентифицированы виментин и парвальбумин. Изменения спектра структурных белков в образцах в основном обусловлены аминокислотными заменами или модификациями этих форм относительно белковых последовательностей, существующих в базах данных. Это вероятно связано с генетическими особенностями птиц, использованных в исследовании.

Кроме того, были идентифицированы ферменты, участвующие в гликолизе: енолаза, глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа (GAPDH), фосфоглицератмутаза (PGM), лактатдегидрогеназа (LDH), триозофосфатизомераза и другие ферменты: АТФ-синтаза, малатдегидрогеназа, креатинкиназа (CK), а также различные белки семейства молекулярных шаперонов (HSP70 и HSP71).

Проведенный протеомный анализ позволил выявить зоны локализации важных структурных мышечных белков: актинов, миозинов, тропомиозинов и тропонинов (рис. 1а и 2а). Как видно на рисунках, протеомные профили в группах 1–4 близки для образцов грудных мышц (рис. 1) и ножных мышц (рис. 2) птицы. Так, в каждой группе белков присутствуют “стабильные” формы, продукция которых неизменна от образца к образцу. Тем не менее, были идентифицированы также индивидуальные белковые компоненты, изменяющиеся как количественно, так и качественно в зависимости от образца (рис. 1 и 2).

Показаны значительные изменения в профилях продукции трех групп белков мышечного сокращения (актины, миозины и тропонины) в зависимости от рациона питания. Обнаружены дополнительные фракции актина в протеоме грудных мышц птицы из группы 2: кардиальный альфа-актин 1 (ACTA1, KFW81934.1) и скелетномышечный альфа-актин (NP_001026234.1) (рис. 1б). На протеомных картах ножных мышц птицы из группы 3 присутствовали дополнительные изоформы актина: скелетномышечный альфа-актин (NP_001026234.1) и кардиальный альфа-актин 2 (AAX85445.1) (рис. 2в). В протеоме ножных мышц птицы из группы 4 также идентифицированы дополнительные изоформы скелетномышечного альфа-актина (NP_001026234.1, рис. 2г).

На протеомных картах различался также состав фракций миозинов: в грудных мышцах птицы из группы 2 обнаружено увеличенное содержание фракции тяжелых цепей миозинов (AAB20215.1), по сравнению с образцами из других групп. В тоже время в грудных мышцах птицы из группы 4 идентифицированы дополнительные изоформы легких цепей миозина (XP_015144626.1). Что касается изоферментного состава тропонинов в различных образцах, то в грудной мышце опытной группы 4 были обнаружены дополнительные изоформы тропонина С (NP_990781.1 и NP_990464.1, рис. 1г). В протеомах ножных мышц птицы из групп 3 и 4 идентифицированы фракции тропонинов I (NP_990748.1) и T (XP_015142062.1, NP_990253.1) (рис. 2 в, г).

В процессе созревания мяса происходят существенные биохимические изменения в мышцах, влияющие на конечные характеристики качества мяса. Хорошо известно, что под действием протеолитических ферментов в мышцах postmorthem происходят автолитические изменения, в результате чего образуются фрагменты миофибриллярных белков актина, миозина и тропонина, которые можно рассматривать как молекулярные маркеры нежной структуры мяса [31]. Во многих исследованиях показано, что увеличение в протеомах мышц интенсивности белковых пятен легких и тяжелых цепей миозина, актина ACTA1, тропонина T связано с нежностью мяса [32, 33].

Таким образом, в протеомах грудных и ножных мышц птицы, содержащейся на рационах с добавлением белковых кормовых добавок, отмечено наличие дополнительных фрагментов структурных белков, таких как актин, тропонин и миозин (тяжелые и легкие цепи), по сравнению с первой контрольной группой бройлеров.

Стоит также отметить, что в образце грудных мышц бройлеров из группы 2 помимо увеличения содержания тяжелых цепей миозина, идентифицирован дополнительный белок виментин (VIM, vimentin, NP_001041541.2), отсутствующий в других образцах. Белки виментин и десмин играют важную роль в поддержании цитоархитектуры мышц и считаются надежными маркерами регенеративных процессов, протекающих в мышцах. Недавно проведенные исследования показали увеличение экспрессии гена VIM, а также увеличение содержания кодируемого им белка виментина в грудной мышце (Pectoralis major) быстрорастущих бройлеров с различными миопатиями, приводящими к развитию таких пороков мяса как появление идущих параллельно мышечным волокнам белых полос (white stripes – WS) и синдром “деревянной груди” (wooden breast – WB) [34]. Таким образом, виментин может являться маркером аномального развития мышечных волокон Pectoralis major на ранних стадиях. Интересно, что в группах 2 и 4, получавших ферментированные белковые корма с более высоким содержанием аминокислот, низкомолекулярных пептидов и высокой переваримостью (табл. 2), виментин в грудных мышцах обнаружен не был. Известно, что мышечная дистрофия наблюдается при скармливании цыплятам рационов с недостаточным содержанием витамина Е, селена и серосодержащих аминокислот [34]. Включение же в рацион метионина, цистеина или увеличение содержания витамина Е способствует профилактике мышечной дистрофии у цыплят, причем комбинация антиоксидантов и омега-3 жирных кислот более действенна в борьбе с этим пороком мяса. Анализ антиоксидантной емкости кормовых добавок (табл. 2), используемых в данной работе, показал, что содержание антиоксидантов значительно выше в белковой добавке ФКД (1980 мкМоль ТЭ/г), по сравнению с ГКД (около 400 мкМоль ТЭ/г) и РМ (около 150 мкМоль ТЭ/г).

Вторую широко представленную группу в образцах протеомов мышц составляли ферменты (табл. 4). Основными растворимыми белковыми компонентами протеома являлись α- и β-енолазы, лактатдегидрогеназа А, фосфоглицератмутаза, фосфоглюкомутаза, креатинкиназа, а кроме того триозофосфатизомераза. В грудной мышце птиц гликолиз является одним из основных путей получения энергии для сокращения мышц и для удовлетворения энергетических потребностей при росте. Чтобы поддерживать мышечную массу, а также удовлетворять потребности сократительной мускулатуры птицы нуждаются в значительном количестве энергии. Поэтому не удивительно, что во фракции растворимых белков преобладали преимущественно ферменты гликолиза. Для всех образцов в этой категории так же существует “минимальный” консервативный набор белков, не изменяющих свою продукцию. Основные отличия между образцами были зафиксированы в протеоме ножных мышц птицы из группы 3, где обнаружены дополнительные изоформы α-енолазы (XP_015152319.2), глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы (AZN23181.1), малатдегидрогеназы (NP_001006395.1) и креатинкиназы (NP_990838.1) (рис. 2в). Интересно отметить, что именно в этой опытной группе бройлеров отмечался наиболее интенсивный прирост мышечной массы, по сравнению с другими группами.

В ножных мышцах птицы из группы 3 обнаружен повышенный уровень белка креатинкиназы M-типа (NP_990838.1), одного из четырех форм CK (рис. 2в). Известно, что CK является потенциальным биомаркером ВУС мяса [8], действительно значение ВУС ножных мышц птицы из группы 3 самое высокое (табл. 3). Ранее было показано [35], что продукция креатинкиназы М-типа и сывороточного альбумина была ниже в образцах с низкой ВУС [8].

Кроме того, в образцах мышечных тканей всех групп птиц были идентифицированы такие белки как фосфатидилэтаноламин-связывающий белок 1, карбоангидраза II и сывороточный альбумин (кроме группы 4) (табл. 4).

Известно, что обнаруженный фермент карбоангидраза II катализирует обратимую реакцию гидратации диоксида углерода и дегидратации угольной кислоты, участвует в поддержании рН-баланса в мышечных тканях. Фосфатидилэтаноламин-связывающий белок 1, который вместе с виментином является протеомным маркером ревматических заболеваний хрящевой ткани [36] и гомолог которого у людей способен взаимодействовать с Map-киназами [37].

Для образца № 3 (рацион ФКД) показано присутствие аполипопротеина А1 (ApoA-I) в тканях ножных мышц бройлеров (табл. 4, рис. 2). ApoA-I участвует в метаболизме липидов, и, являясь основным компонентом липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), играет важную роль в регуляции содержания холестерина в периферических тканях посредством его обратного транспорта в печень. Дефицит ApoA-I связан с избыточным накоплением внутриклеточного холестерина у людей и птицы. Показано, что уровень экспрессии ApoA-I снижается при геморрагическом синдроме жирной печени у кур [38], также показано снижение уровня экспрессии ApoA-I в тканях бройлеров с высоким содержанием абдоминального жира [39]. Действительно, наличие фракции ApoA-I в тканях ножных мышц бройлеров из группы 3 коррелировало с самым низким содержанием жира в мышечных тканях femoralis muscle среди всех групп – 5.9 ± 0.9% (табл. 3).

В литературе предпринимались попытки ассоциировать экспрессию (и активность) митохондриальных белков с эффективностью рационов кормления (ЭРК) птиц [40]. Было показано, что активность комплексов I и II электрон-транспортной цепи выше в митохондриях образцов белого и красного мяса, полученных при высокой ЭРК. Экспрессию митохондриальных белков при низкой ЭРК связывают с низкой способностью передачи электронов в электрон-транспортной цепи при окислительном фосфорилировании.

Появление в образцах группы 3 дополнительных изоформ различных комплексов электрон-транспортной цепи свидетельствует об изменениях, происходящих в метаболизме.

Стоит отметить отсутствие различий в продукции шаперонового комплекса в протеоме птиц различных групп: для фракции белков HSP70 и HSP71 не было выявлено изменений в составе изоформ. Предполагается, что данные белки участвуют в регуляции процессов сборки и поддержания структуры мышечной ткани, в защите структурных белков, в том числе десмина, актина и титина при стрессе [41], а также в регуляции гликолиза [42]. При этом снижение их продукции ассоциируют с развитием PSE-синдрома, характерными признаками которого являются экссудативное бледное, мягкое, водянистое мясо с мягкой рыхлой консистенцией и выделением мясного сока вследствие пониженной ВУС [42, 43].

Антиоксидантная емкость грудной и мышечной ткани птицы. Из литературы известно, что АОЕ мышечной ткани влияет на качество мяса. Исследования показали, что окисление мышечных белков, вызванное окислительным стрессом, приводит к потере незаменимых аминокислот (например, триптофана) и влияет на ВУС белков мяса, цвет и текстуру получаемых мясных продуктов, а также на усвояемость мяса и приводит к снижению его пищевой ценности [44, 45]. Окисление миофибриллярных белков свиней также снижает их способность к гелеобразованию, что важно для текстурных и структурных характеристик мясных продуктов [46]. Как видно из представленных в табл. 5 результатов, самые высокие значения АОЕ мышечной ткани грудных и ножных мышц были получены для бройлеров из группы 3, получавших дополнительно к основному рациону ФКД.

Таким образом, при введение в рацион кормления цыплят бройлеров кросса “Смена 9” ферментированной белковой кормовой добавки, в протеомах грудных и ножных мышц птицы отмечены фрагменты белков, являющихся биомаркерами нежности (актин, тропонин, тяжелые и легкие цепи миозина) и ВУС мяса (креатин киназа М типа), а также появление дополнительных изоформ различных комплексов электрон-транспортной цепи (комплекс цитохромов bc1, или комплекс III дыхательной цепи переноса электронов), характеризующих эффективность данного рациона кормления. Введение в рацион кормления птицы ФКД приводило также к увеличению антиоксидантной емкости тканей грудных и ножных мышц бройлеров, и снижению содержания жира в тканях ножных мышц, что коррелировало с наличием в протеомах данных тканей аполипопротеина А1 (ApoA-I).

Исследование выполнено при финансовой поддержке РНФ (проект № 17-16-01028).