1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Палеонтологический журнал
  4. № 3, 2022

Палеонтологический журнал, 2022, № 3, стр. 77-82

Фёльген-тестирование ядер клеток листа Taxodium dubium (Cupressaceae) из эоценовой Тавдинской флоры Западной Сибири

И. А. Озеров a, *, Н. А. Жинкина a, А. А. Торшилова a, Э. М. Мачс a, А. В. Родионов a

a Ботанический институт им. В.Л. Комарова РАН
197376 Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: igorozerov@mail.ru

Поступила в редакцию 10.02.2021
После доработки 16.11.2021
Принята к публикации 16.11.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

В статье представлены результаты исследования тканей фитолеймы листа ископаемого Taxodium dubium из эоценовой тавдинской флоры Западной Сибири. Фёльген-тестирование показало сохранение в клетках фёльген-позитивных, гетерогенно окрашенных ядерных структур и мелких гранулярных хромоцентров. Ядра окрашены в красно-фиолетовый цвет, хромоцентры демонстрируют более интенсивную окраску. Это свидетельствует о наличии в хроматине ядер альдегидных групп дезоксирибозы и демонстрирует специфическое присутствие ДНК. Дополнительное окрашивание препаратов алциановым синим и гематоксилином Эрлиха отображает клеточные стенки и прилегающий внутриклеточный материал.

Ключевые слова: Taxodium, фёльген-тест, эоцен, тавдинская флора, Западная Сибирь

ВВЕДЕНИЕ

Хорошо сохранившиеся клеточные ядра, ядрышки и пластиды были зарегистрированы для многих ископаемых растений возрастом 15–180 млн лет (Niklas, 1983; Schönhut et al., 2004; Bomfleur et al., 2014; Wang et al., 2014; Озеров, Яковлева, 2015). Сообщалось, что ДНК-содержащие клеточные структуры могут сохраняться в ископаемых растениях в течение нескольких десятков миллионов лет. В частности, фёльген-позитивное окрашивание ядер клеток было показано на ископаемых листьях и плодах ранних эоценовых миртовых из арктической Якутии и листьев метасеквойи из среднего эоцена арктической Канады и раннего олигоцена Западной Сибири (Ozerov et al., 2006, 2020, 2021). Реакция Фёльгена является очень чувствительным средством обнаружения альдегидных групп дезоксирибозы и часто используется как метод для демонстрации специфического присутствия ДНК (Chieco, Derenzini, 1999). В ископаемых растениях клеточные стенки, а также антиоксидантная и антибактериальная активность внутриклеточных конденсированных танинов, возможно, обеспечивают защиту от деградации внутриклеточных структур, подобных различным пластидам и клеточному ядру, а также способствует долгосрочному сохранению ДНК и других биополимеров (Liu, Zheng, 2002; Ozerov et al., 2006, 2020, 2021; Gupta et al., 2009; Жинкина и др., 2018). Благодаря этим свойствам растений были секвенированы гены хлоропластов Magnolia L., Persea Mill. и Taxodium Rich. возрастом 17–20 млн лет (Golenberg et al., 1990; Soltis et al., 1992; Kim et al., 2004).

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

В исследовании использовалась фитолейма листьев Taxodium dubium (Sternb.) Heer (колл. БИН № 600, обр. 110), собранная М.Г. Горбуновым в 1952 г. из местонахождения третичных растений ур. Компасский Бор. Район урочища расположен на правом берегу р. Тым (правый приток р. Оби). Эта речная терраса вскрыта двумя большими обнажениями. Верхнее обнажение по течению реки называется Белый Яр (рис. 1), а нижнее – Дунаевский Яр. Подробное геологическое описание отложений урочища Компасский Бор сделано Горбуновым (1962). В нижней половине Белого Яра в толще песков нижнего слоя обнажается линза плотных, однородных, темно–серых пластичных глин мощностью до 5.7 м с многочисленными растительными остатками – отпечатками листьев, остатками древесин, плодов, шишек, семян и пыльцы (Горбунов, 1962). Согласно последним карпологическим исследованиям, в ур. Компасский Бор комплекс растительных остатков довольно небогатый, однако легко диагностируется по присутствию характерных эоценовых таксонов – Azolla (Prisca) sp., Azollites minor (nom. nud.), Pseudoisoetes tymensis sp., Viola prisca (nom. nud.), Cleonisia baksanica Balueva et V.P. Nikit., Aracispermum sphenosum Balueva et V.P. Nikit., Urospathites antiquus V.P. Nikit. и др. В ряду кайнозойских флор Западной Сибири по данным палеокарпологии раннетавдинская флора происходит из кусковской свиты, нижнетавдинской подсвиты. Возраст этих отложений датируется концом среднего–поздним эоценом (Унифицированные … 2001; Никитин, 2006).

Рис. 1.

Местонахождение Белый Яр, где были обнаружены ископаемые листья Taxodium dubium. Базовая карта Яндекс©.

Постоянные препараты тканей из растительных остатков были сделаны в соответствии с цитоэмбриологической процедурой в связи со спецификой исследуемого материала (Ozerov et al., 2006, 2020). Растение помещали в хлороформ на часовом стекле, а после выдерживания в нем покрывали парафином. В смеси хлороформа и парафина материал помещали в термостат, где при температуре 60°С происходило полное замещение хлороформа парафином в течение недели. Постоянные препараты изготавливали по общепринятой методике (Барыкина и др., 2004). Срезы ткани толщиной 3 мкм делали с помощью микротома Microm HM 325 (Carl Zeiss, Германия). Срезы депарафинировали толуолом (3 × 15 мин), затем промывали этанолом (3 × 15 мин) и водой (2 × 15 мин). Окрашивание препаратов основным фуксином Фёльгена (реактив Шиффа) и алциановым синим (Loba Chemie, Австрия) проводили по следующей схеме (Жинкина, Озеров, 2008): холодный гидролиз: 1 N HCl – 5 мин, 5 N HCl – 30 мин, 1 N HCl – 5 мин; реагент Шиффа (подготовка: Pearse, 1953) – 2 часа; сернистая вода (на 100 см3 дистиллированной H2О добавить 2 г Na2SO3 и 2 см3 HCl) – 3 × 5 мин; проточная вода – 20 мин; дистиллированная вода – 5 мин; уксусная кислота 3% – 5 мин; алциановый синий 0.1% – 5 мин; дистиллированная вода – 10 мин; Мавиол®. Реагент Шиффа использовали для окрашивания хроматинсодержащих нуклеиновых структур, оставляя ядрышки и цитоплазму неокрашенными. Алциановый синий использовали для окрашивания клеточных стенок и цитоплазмы. Срезы наблюдали с помощью светового микроскопа AxioPlan 2ie (Carl Zeiss, Германия).

РЕЗУЛЬТАТЫ

Уникальное состояние ископаемых листьев T. dubium из местонахождения Белый Яр эоценовой тавдинской флоры дает возможность исследовать это растение, как на структурном, так и на ультраструктурном уровне. Листья черешковые, спирально расположенные, с хорошо выраженной средней жилкой, линейноланцетные, с острой верхушкой и низбегающим основанием. Листья отходят от побега под углом 35°–45° (табл. IX , фиг. 1; см. вклейку). Наружные периклинальные стенки эпидермальных клеток четырех- или многоугольные, длина их равна ширине или несколько превышает ее. Антиклинальные стенки эпидермальных клеток прямые или слегка изогнутые (табл. IX , фиг. 2 ). Устьица амфициклические, энциклоцитные, расположены на абаксиальной поверхности листа. Число побочных клеток у современных и ископаемых представителей рода Taxodium составляет четыре–шесть (Свешникова, Буданцев, 1960; Викулин и др., 2005). Ядра побочных клеток лежат в одной плоскости (табл. IX , фиг. 3 ). Устьичная щель ориентирована косо или перпендикулярно. На концах замыкающих клеток сохранились кутикулярные полярные Т-образные выросты (табл. IX , фиг. 3 а).

Окрашивание по Фёльгену показало, что в листьях ископаемого T. dubium сохранились эпидермальные клетки с фёльген-позитивными гетерогенно окрашенными ядрообразными структурами округлой формы, включая диффузное и мелкое зернистое вещество. Окраска ядер от красно-фиолетового до фиолетового цвета. Ядра эпидермальных клеток демонстрируют более интенсивно окрашенные хромоцентры (табл. IX , фиг. 3, 4 ). Некоторые клетки в пределах неокрашенного ядрышкового дворика имеют хорошо заметное фёльген–позитивное округлое тельце (табл. IX , фиг. 5 ). Возможно, что оно возникло в результате постмортальной агрегации хроматина. В эпидермальных клетках обнаружены лейкопласты. Они примыкают, в основном, к наружной клеточной стенке. Лейкопласты небольшие, от округлых до вытянутых в длину, характерные для эпидермальных клеток современных представителей голосеменных растений (табл. IX , фиг. 4, 6 ). Дополнительное окрашивание препаратов алциановым синим и гематоксилином Эрлиха выявило клеточные стенки и прилегающий внутриклеточный материал, окрашенный от светло- до темно-синего цвета (табл. IX , фиг. 2–6 ).

ОБСУЖДЕНИЕ

Структурно сохранившиеся побеги рода Taxodium известны из верхнемеловых отложений (Свешникова, 1967; Aulenback, LePage, 1988). В третичный период этот род получил широкое распространение по всей Евразии и Северной Америке (Горбунов, 1955; Борсук, 1956; Дорофеев, 1976; Буданцев, 1983, 1986, 1997 и др.). Ареал таксодиума чрезвычайно сузился в связи с климатическими перестройками конца плиоцена. Вследствие раннеплейстоценовых оледенений на протяжении четвертичного периода, этот род исчез в Европе (Никитин, 1957; Дорофеев, 1976).

Впервые облиственные побеги типа T. distichum были описаны под названием Taxodites dubius Sternb. (Sternberg, 1838) по двум экз. из глин лигнитовой формации Билина в Чехии. Образцы из этих же отложений Ф. Унгер определил как T. dubius, отнеся к нему, кроме побегов, мужские стробилы и обломок женской шишки (Unger, 1852). В 1855 г. все находки T. dubius были отнесены О. Геером к современному роду таксодиум – Taxodium dubium (Heer, 1855). Под таким названием он описал остатки таксодиума из Швейцарии, включив в диагноз характеристику побегов и листьев. В описательной части Геер воспроизводит изображения женской шишки и мужского стробила, определенные Унгером как Taxodites dubius (Heer, 1855). Необходимо отметить, что ископаемые виды таксодиума невозможно разделить по внешней морфологии облиственных побегов. Поэтому большинство таких находок обычно относят к Taxodium dubium.

Листья ископаемого T. dubium из эоценовых отложений Западной Сибири демонстрируют ядерный материал с неоднородной красно-фиолетовой окраской, обусловленной наличием в хроматине ядер дезоксирибозных остатков. При этом неокрашенными остаются ядрышки и цитоплазматические структуры (Chayen et al., 1953). Получение такого образца ядер возможно с использованием фёльген-теста при окрашивании ткани. Мягкий кислотный гидролиз, который происходил в окрашенных Фёльгеном препаратах тканей растения, вызывал отделение пуриновых оснований, содержащихся в молекулах ДНК, что приводило к размазыванию альдегидных групп дезоксирибозы. Свободные альдегидные группы и реагент Шиффа образовали кислотоустойчивый краситель, который выявил эпидермальные клетки листьев с диффузным фёльген-позитивным материалом в ядрах. Ядра были окрашены в фиолетовый и красно-фиолетовый цвета, тогда как хромоцентры были окрашены более интенсивно.

Ранее проводилось окрашивание по Фёльгену срезов эпидермальных клеток листьев Paramyrtaciphyllum agapovii Ozerov и клеток мезокарпия плодов Paramyrtacicarpus plurilocularis Ozerov из отложений нижнего эоцена арктической Якутии, а также мумифицированных листьев Metasequoia nathorstii Sveshn. из среднего эоцена арктической Канады и фитолеймы листа Metasequoia occidentalis (Newb.) Chaney из раннего олигоцена Западной Сибири. Целью предыдущих исследований явилось выявление в изучаемых образцах ДНК-содержащих структур. Окрашивание показало сохранение фёльген-позитивных гетерогенно окрашенных ядерных структур, подобных тем, которые были обнаружены в настоящем исследовании (Ozerov et al., 2006, 2020, 2021).

Окрашивание по Фёльгену является одной из наиболее эффективных химических реакций для обнаружения и количественного определения внутриклеточной ДНК. Важно, что реакция Фёльгена специфична для ДНК, при этом в ядрах не образуются посторонние альдегидные группы; ядрышки и цитоплазма остаются неокрашенными одновременно (Chieco, Derenzini, 1999). Окрашивание по Фёльгену может вызывать пурпурное окрашивание некоторых других природных альдегидов и эластинов, однако они либо не встречаются в растительной ткани, либо присутствуют в небольших количествах, либо не влияют на характер окрашивания (Feulgen, Voit, 1924; Chieco, Derenzini, 1999).

Окрашивание сафранином мумифицированных листьев Metasequoia nathorstii из арктической Канады показало, что ядра имеют очень четкие границы и выглядят так, как будто они были зафиксированы до фоссилизации (Жинкина и др., 2018; Ozerov et al., 2020). Причиной этого может быть наличие природных клеточных танинов, особенно тех, которые относятся к группе конденсированных. Танины могут быть распределены среди других клеток, как в одиночных таниновых клетках, так и собраны в группы. Локализация танинов в специализированных таниновых клетках может объяснить спорадическое сохранение ядер в некоторых, но не во всех клетках. Предполагается, что ранее находящиеся в вакуолях клетки танины могут эффективно фиксировать ядро после гибели клеток и разрушения мембраны (Schoenhut et al., 2004; Wang et al., 2014). Это предположение подтверждается как характерным желто-коричневым танин-положительным окрашиванием тканей плодов раннеэоценового растения, относящегося к семейству миртовых, после обработки хромовым ангидридом, так и красновато-коричневым окрашиванием сафранином мумифицированных листьев среднеэоценовой метасеквойи из арктической Канады (Ozerov et al., 2006, 2020). Наличие танинов в исследованном материале совпадает с наблюдениями, проведенными на тканях ископаемых листьев (Niklas, Brown, 1981; Wilson, Hatcher, 1988; Schoenhut et al., 2004). Было показано, что танины ингибируют бактериальную и грибковую деградацию макромолекул и клеточных структур (Bajpai et al., 2009; Ushio et al., 2013).

Цитохимические доказательства того, что часть ДНК, вероятно, сохранилась в некоторых ископаемых растениях, ограничены только нашими работами, где было показано фёльген-позитивное окрашивание ядер (Ozerov et al., 2006, 2020, 2021). Однако, по крайней мере, две независимые исследовательские группы выделили ДНК, амплифицировали и секвенировали гены хлоропластов Magnolia, Persea и Taxodium из отложений миоцена Кларкии (Golenberg et al., 1990; Soltis et al., 1992; Kim et al., 2004). Отметим, что наличие интактных хлоропластов, сохранившихся в ископаемых тканях листьев кларкии миоценового возраста, было показано ранее (Nicklas et al.,1985).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Наше исследование показывает, что ДНК-дезоксирибозный скелет, служащий мишенью для реагента Шиффа во время реакции Фёльгена, частично сохраняется в исследованном ископаемом материале. В результате этого выявлены основные эпидермальные клетки листа T. dubium с диффузным красно-фиолетовым фёльген-позитивным материалом в ядрах. Это позволяет использовать изученный материал для последующего молекулярно-генетического анализа в качестве матрицы для реакции ПЦР для изучения филогенетического сродства современных и ископаемых организмов.

* * *

Настоящее исследование выполнено в рамках госзадания БИН РАН № AAA-A19-119021190031-8 “Ископаемые растения России и сопредельных территорий: систематика, филогения, палеофлористика и палеофилогения” и частично госзаданий БИН РАН № АААА-А18-118051590112-8, № АААА-А18-118042490106-6 и АААА-А18-118040290161-3.

Список литературы

  1. Барыкина Р.П., Веселова Т.Д., Девятов А.Г. и др. Справочник по ботанической микротехнике. Основы и методы. М.: Изд-во МГУ, 2004. 311 с.

  2. Борсук М.О. Палеогеновая флора Сахалина (конгломератной и нижнедунайской свит). М.: Госгеолтехиздат, 1956. 132 с.

  3. Буданцев Л.Ю. История Арктической флоры эпохи раннего кайнофита. Л.: Наука, 1983. 156 с.

  4. Буданцев Л.Ю. Ранние этапы формирования и расселения умеренной флоры бореальной области. Л.: Наука, 1986. 60 с.

  5. Буданцев Л.Ю. Позднеэоценовая флора Западной Камчатки // Тр. Ботан. ин-та РАН. 1997. Вып. 19. 115 с.

  6. Викулин С.В., ЛеПаж Б.А., Шалиско В.Ю. Taxodium balticum (Taxodiaceae) в палеогеновой флоре Пасекова (Воронежская область) // Ботан. журн. 2005. Т. 90. № 4. С. 509–526.

  7. Горбунов М.Г. Третичная система: третичная флора: семейство Taxodiaceae // Атлас руководящих форм ископаемых фауны и флоры Западной Сибири. Т. 2. М.: Госгеолтехиздат, 1955. С. 217–218.

  8. Горбунов М.Г. Геологический очерк урочища Компасский на реке Тым (Западная Сибирь) // Уч. зап. Томского гос. ун-та. 1962. № 44. С. 26–55.

  9. Дорофеев П.И. К систематике третичных Taxodium // Ботан. журн. 1976. Т. 61. № 10. С. 1364–1373.

  10. Жинкина Н.А., Озеров И.А. Методика окрашивания тканей ископаемых растений по Фёльгену // Ботан. журн. 2008. Т. 93. № 6. С. 951–953.

  11. Жинкина Н.А., Торшилова А.А., Озеров И.А. Применение модифицированной методики окрашивания тканей современных и ископаемых растений // Ботан. журн. 2018. Т. 103. № 9. С. 1191–1194.

  12. Никитин В.П. Палеокарпология и стратиграфия палеогена и неогена Азиатской России. Новосибирск: Акад. изд-во Гео, 2006. 229 с.

  13. Никитин П.А. Плиоценовые и четвертичные флоры Воронежской области. М.; Л.: Изд-во АН СССР, 1957. 206 с.

  14. Озеров И.А., Яковлева О.В. О возможном нахождении секреторных структур у листьев раннеэоценового Paramyrtaciphyllum agapovii (Myrtaceae) // Ботан. журн. 2015. Т. 100. № 8. С. 823–828.

  15. Свешникова И.Н. Позднемеловые хвойные Советского Союза. I. Ископаемые хвойные Вилюйской синеклизы // Тр. Ботан. ин-та АН СССР. Сер. Палеоботаника. 1967. Вып. 3. С. 177–203.

  16. Свешникова И.Н., Буданцев Л.Ю. Третичная флора Калининградского полуострова // Ботан. журн. 1960. Т. 45. № 6. С. 871–875.

  17. Унифицированные региональные стратиграфические схемы неогеновых и палеогеновых отложений Западно-Сибирской равнины. Объяснительная записка. Новосибирск: СНИИГГиМС, 2001. 84 с.

  18. Aulenback K.R., LePage B. Taxodium wallisii sp. nov.: first occurrence of Taxodium from Upper Cretaceous // Int. J. Plant Sci. 1988. V. 159. № 2. P. 367–390.

  19. Bajpai V.K., Al-Reza S.M., Choi U.K. et al. Chemical composition, antibacterial and antioxidant activities of leaf essential oil and extracts of Metasequioa glyptostroboides Miki ex Hu. // FCT. 2009. V. 47. P. 1876–1883.

  20. Bomfleur B., McLoughlin S., Vajda V. Fossilized nuclei and chromosomes reveal 180 million years of genomic stasis in royal ferns // Science. 2014. V. 343. P. 1376–1377.

  21. Chayen I., Davies H., Miles U. Observation on some plant interphase nuclei // Proc. Roy. Soc. London B. 1953. V. 141. P. 190–199.

  22. Chieco P., Derenzini M. The Feulgen reaction 75 years on // Histochem. Cell Biol. 1999. V. 111. P. 345–358.

  23. Feulgen R., Voit K. Über den Mechanismus der Nuclealfärbung // Hoppe Seylers Z. Physiol. Chem. 1924. V. 135. S. 249–252.

  24. Golenberg E.M., Giannasi D.E., Clegg M.T. et al. Chloroplast DNA sequence from a Miocene Magnolia species // Nature. 1990. V. 344. P. 656–658.

  25. Gupta N.S., Yang H., Leng Q. et al. Diagenesis of plant biopolymers: decay and macromolecular preservation of Metasequoia // Org. Geochem. 2009. V. 40. P. 802–809.

  26. Heer O. Die tertiäre Flora der Schweiz. Winterthur: J. Wurster und Comp., 1855. 118 s.

  27. Kim S., Soltis D.E., Soltis P.S. et al. DNA sequences from Miocene fossils: an ndhF sequence of Magnolia latahensis (Magnoliaceae) and an rbcL sequence of Persea pseudocarolinensis (Lauraceae) // Amer. J. Bot. 2004. V. 91. P. 615–620.

  28. Liu G.A., Zheng R.L. Protection against damaged DNA in the single cell by polyphenols // Die Pharmazie. 2002. V. 57. P. 852–854.

  29. Niklas K.J. Organelle preservation and protoplast partitioning in fossil angiosperm leaf tissues // Amer. J. Bot. 1983. V. 70. P. 543–548.

  30. Niklas K.J., Brown R.M. Ultrastructural and paleobiochemical correlations among fossil leaf tissues fA rom the St. Maries River (Clarkia) area, northern Idaho, USA // Amer. J. Bot. 1981. V. 68. P. 332–341.

  31. Niklas K.J., Brown R.M., Santos R. Ultrastructural states of preservation in Clarkia angiosperm leaf tissues: implications on modes of fossilization // Late Cenozoic history of the Pacific Northwest / Ed. Smiley C.J. San Francisco: Pacific Division of the Amer. Assoc. for the Advancement of Science, 1985. P. 143–159.

  32. Ozerov I.A., Zhinkina N.A., Efimov A.M. et al. Feulgen–positive staining of the cell nuclei in fossilized leaf and fruit tissues of the lower Eocene Myrtaceae // Bot. J. Linn. Soc. 2006. V. 150. № 3. P. 315–321.

  33. Ozerov I.A., Zhinkina N.A., Torshilova A.A. et al. Use of DNA-specific stains as indicators of nuclei and extranuclear substances in leaf cells of the Middle Eocene Metasequoia from Arctic Canada // Rev. Palaeobot. Palynol. 2020. V. 279. p. 104211https://doi.org/10.1016/j.revpalbo.2020.104211

  34. Ozerov I.A., Zhinkina N.A., Torshilova A.A. et al. Chromosomes of fossilized Metasequoia from early Oligocene of Siberia // Rev. Palaeobot. Palynol. 2021. V. 287. p. 10436https://doi.org/10.1016/j.revpalbo.2020.104365

  35. Schönhut K., Vann D.R., LePage B.A. Cytological and ultrastructural preservations in Eocene Metasequoia leaves from the Canadian High Arctic // Amer. J. Bot. 2004. V. 91. P. 816–824.

  36. Soltis P.S., Soltis D.E., Smiley C.J. An rbcL sequence from a Miocene Taxodium (bald cypress) // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 1992. V. 89. P. 449–451.

  37. Sternberg K. Versuch einer geognostisch–botanischen Darstellung der Flora der Vorwelt. Prag: Gotlieb Hässe Söhne, 1838. Bd 2. S. 81–220.

  38. Unger F. Iconographia plantarum fossilium. Abbildungen und Beschreibungen fossiler Pflanzen. Wien: Kais.–Königl. Hof–und Staatsdruckerei, 1852. 46 s.

  39. Ushio M., Balser T.C., Kitayama K. Effects of condensed tannins in conifer leaves on the composition and activity of the soil microbial community in a tropical montane forest // Plant and Soil. 2013. V. 365. P. 157–170.

  40. Wang X., Liu W., Du K. et al. Ultrastructure of chloroplasts in fossil Nelumbo from the Eocene of Hainan Island, South China // Plant Syst. Evol. 2014. V. 300. P. 2259–2264.

  41. Wilson M.A., Hatcher P.G. Detection of tannins in modern and fossil barks and in plant residues by high-resolution solid-state 13C nuclear magnetic resonance // Org. Geochem. 1988. V. 12. P. 539–546.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Палеонтологический журнал

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал