Журнал высшей нервной деятельности им. И.П. Павлова, 2020, T. 70, № 4, стр. 488-499

β-АМИЛОИД И ЛИТИЙ ВЛИЯЮТ НА ВЕЛИЧИНУ ФАЗИЧЕСКИХ ВЫБРОСОВ ДОФАМИНА В ОБОЛОЧКЕ ПРИЛЕЖАЩЕГО ЯДРА

В. Н. Мухин 1*, И. Р. Боровец 1, В. В. Сизов 1, К. И. Павлов 1, В. М. Клименко 1

1 Федеральное государственное бюджетное научное учреждение “Институт экспериментальной медицины”
Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: Valery.Mukhin@gmail.com

Поступила в редакцию 13.06.2019
После доработки 21.11.2019
Принята к публикации 16.12.2019

Аннотация

По данным литературы, в патогенезе болезни Альцгеймера имеет значение нарушение дофаминергической секреции в оболочке прилежащего ядра. Вероятно, его причина – повышение уровня токсических форм β-амилоида в мозге. Как и другие патогенетические проявления БА, данное нарушение может быть опосредовано повышением активности киназы гликоген-синтазы 3 (GSK3). Цель исследования – изучить влияние β-амилоида на высвобождение дофамина в оболочке прилежащего ядра. Изменение уровня дофамина в оболочке прилежащего ядра in vivo регистрировали у 38 наркотизированных крыс-самцов линии Вистар методом быстро-сканирующей циклической вольтамперометрии до экспериментального воздействия и в течение 1.5 ч после него. Способность дофаминергических нейронов секретировать дофамин оценивали по амплитуде увеличения его уровня в ответ на электрическую стимуляцию вентральной области покрышки (VTA). Для моделирования нейротоксических процессов, характерных для БА, в желудочковую систему мозга крыс вводили раствор β-амилоида (фрагмент 25–35). Роль GSK3 в реализации эффектов β-амилоида оценивали путем блокирования активности этого фермента с помощью ингибитора – лития. Раствор хлорида лития в “терапевтической” дозе 10.4 мг/кг вводили внутрибрюшинно сразу после инъекции β-амилоида. Увеличение стимулированных выбросов дофамина свидетельствовало о том, что в течение полутора часов после введения как β-амилоида, так и лития способность нейронов вентральной области покрышки секретировать дофамин в оболочку прилежащего ядра повышена. Более того, сравнение с контрольной группой показало, что данные вещества нивелируют ослабление секреторной функции, вызванное условиями эксперимента. Литий, введенный одномоментно с β-амилоидом, ослабляет его действие, что свидетельствует об участии GSK3 в этом процессе.

Ключевые слова: болезнь Альцгеймера, дофамин, β-амилоид, быстро-сканирующая циклическая вольтамперометрия, литий, прилежащее ядро

DOI: 10.31857/S0044467720040073

Список литературы

  1. Козунова Г.Л., Воронин Н.А., Венедиктов В.В., Строганова Т.А. Обучение с подкреплением: роль непосредственной обратной связи и внутренней модели ситуации. Журнал высшей нервной деятельности им. И.П. Павлова. 2018. 68 (5): 602–613.

  2. Майоров В.И. Функции дофамина в инструментальном условном рефлексе. Журнал высшей нервной деятельности им. И.П. Павлова. 2018. 68 (4): 404–414.

  3. Мухин В.Н., Сизов В.В., Павлов К.И., Клименко В.М. β-амилоид 25-35 подавляет секреторную активность дофаминергических систем мозга крыс. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2017. 103 (12): 1350–1360.

  4. Мухин В.Н. Патогенетические механизмы дисфункции базальной холинергической системы при болезни Альцгеймера. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2013. 99 (7): 793–804.

  5. Мухин В.Н., Клименко В.М. Механизмы нарушения долговременной потенциации при болезни Альцгеймера. Медицинский академический журнал. 2014. 14 (1): 42–51.

  6. Четвериков А.А. Линейные модели со смешанными эффектами в когнитивных исследованиях. Российский журнал когнитивной науки. 2015. 2 (1): 41–51.

  7. Baptista T., Teneúd L., Contreras Q., Burguera J.L., Burguera M., Hernández L. Effects of acute and chronic lithium treatment on amphetamine-induced dopamine increase in the nucleus accumbens and prefrontal cortex in rats as studied by microdialysis. J. Neural Transm. Gen. Sect. 1993. 94 (2): 75–89.

  8. Bates D., Mächler M., Bolker B., Walker S. Fitting Linear Mixed-Effects Models Using lme4. Journal of Statistical Software. 2015. 67 (1): 1–48.

  9. Brorson J.R., Bindokas V.P., Iwama T., Marcuccilli C.J., Chisholm J.C., Miller R.J. The Ca2+ influx induced by β-amyloid peptide 25–35 in cultured hippocampal neurons results from network excitation. Journal of Neurobiology. 1995. 26 (3): 325–338.

  10. Brothers H.M., Gosztyla M.L., Robinson S.R. The Physiological Roles of Amyloid-β Peptide Hint at New Ways to Treat Alzheimer’s Disease. Front. Aging Neurosci. 2018. 10. Article 118.

  11. Busciglio J., Gabuzda D.H., Matsudaira P., Yankner B.A. Generation of beta-amyloid in the secretory pathway in neuronal and nonneuronal cells. PNAS. 1993. 90 (5): 2092–2096.

  12. Can A., Frost D.O., Cachope R., Cheer J.F., Gould T.D. Chronic lithium treatment rectifies maladaptive dopamine release in the nucleus accumbens. J. Neurochem. 2016. 139 (4): 576–585.

  13. D’Amelio M., Puglisi-Allegra S., Mercuri N. The role of dopaminergic midbrain in Alzheimer’s disease: Translating basic science into clinical practice. Pharmacol. Res. 2018. 130: 414–419.

  14. Delobette S., Privat A., Maurice T. In vitro aggregation facilities beta-amyloid peptide-(25-35)-induced amnesia in the rat. Eur. J. Pharmacol. 1997. 319 (1): 1–4.

  15. DeWaele M., Oh Y., Park C., Kang Y.M., Shin H., Blaha C.D., Bennet K.E., Kim I.Y., Lee K.H., Jang D.P. A baseline drift detrending technique for fast scan cyclic voltammetry. Analyst. 2017. 142 (22): 4317–4321.

  16. Doll B.B., Daw N.D. The expanding role of dopamine. eLife. 2016. 5): e15963.

  17. Duyckaerts C., Delatour B., Potier M.-C. Classification and basic pathology of Alzheimer disease. Acta Neuropathologica. 2009. 118 (1): 5–36.

  18. Fortin S.M., Chartoff E.H., Roitman M.F. The Aversive Agent Lithium Chloride Suppresses Phasic Dopamine Release Through Central GLP-1 Receptors. Neuropsychopharmacology. 2016. 41 (3): 906–915.

  19. Freir D.B., Holscher C., Herron C.E. Blockade of long-term potentiation by beta-amyloid peptides in the CA1 region of the rat hippocampus in vivo. J. Neurophysiol. 2001. 85 (2): 708–713.

  20. Freland L., Beaulieu J.-M. Inhibition of GSK3 by lithium, from single molecules to signaling networks. Front Mol Neurosci. 2012. 5: 14.

  21. Garcia T.P., Marder K. Statistical Approaches to Longitudinal Data Analysis in Neurodegenerative Diseases: Huntington’s Disease as a Model. Curr Neurol Neurosci Rep. 2017. 17 (2). Article 14.

  22. Gengler S., Gault V.A., Harriott P., Hölscher C. Impairments of hippocampal synaptic plasticity induced by aggregated beta-amyloid (25-35) are dependent on stimulation-protocol and genetic background. Exp Brain Res. 2007. 179 (4): 621–630.

  23. Giuffrida M.L., Caraci F., Pignataro B., Cataldo S., De Bona P., Bruno V., Molinaro G., Pappalardo G., Messina A., Palmigiano A., Garozzo D., Nicoletti F., Rizzarelli E., Copani A. Beta-amyloid monomers are neuroprotective. J. Neurosci. 2009. 29 (34): 10582–10587.

  24. González-Mora J.L., Salazar P., Martín M., Mas M. Monitoring Extracellular Molecules in Neuroscience by In Vivo Electrochemistry: Methodological Considerations and Biological Applications. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology Neuromethods. / Ed. A. Philippu. New York, NY: Springer New York, 2017. 181–206 pp.

  25. Hampel H., Lista S., Mango D., Nisticò R., Perry G., Avila J., Hernandez F., Geerts H., Vergallo A. Lithium as a Treatment for Alzheimer’s Disease: The Systems Pharmacology Perspective. Journal of Alzheimer’s Disease. 2019. 69 (3): 615–629.

  26. Hensley K., Carney J.M., Mattson M.P., Aksenova M., Harris M., Wu J.F., Floyd R.A., Butterfield D.A. A model for beta-amyloid aggregation and neurotoxicity based on free radical generation by the peptide: relevance to Alzheimer disease. PNAS. 1994. 91 (8): 3270–3274.

  27. Hochstrasser T., Hohsfield L.A., Sperner-Unterweger B., Humpel C. β-Amyloid induced effects on cholinergic, serotonergic, and dopaminergic neurons is differentially counteracted by anti-inflammatory drugs. Journal of Neuroscience Research. 2013. 91 (1): 83–94.

  28. Itoh A., Nitta A., Nadai M., Nishimura K., Hirose M., Hasegawa T., Nabeshima T. Dysfunction of cholinergic and dopaminergic neuronal systems in beta-amyloid protein–infused rats. J. Neurochem. 1996. 66 (3): 1113–1117.

  29. Jones S.R., Mathews T.A., Budygin E.A. Effect of moderate ethanol dose on dopamine uptake in rat nucleus accumbens in vivo. Synapse. 2006. 60 (3): 251–255.

  30. Joyce J.N., Murray A.M., Hurtig H.I., Gottlieb G.L., Trojanowski J.Q. Loss of Dopamine D2 Receptors in Alzheimer’s Disease with Parkinsonism But Not Parkinson’s or Alzheimer’s Disease. Neuropsychopharmacology. 1998. 19 (6): 472–480.

  31. Kaminsky Y.G., Marlatt M.W., Smith M.A., Kosenko E.A. Subcellular and metabolic examination of amyloid-β peptides in Alzheimer disease pathogenesis: Evidence for Aβ25–35. Experimental Neurology. 2010. 221 (1): 26–37.

  32. Kandel N., Matos J.O., Tatulian S.A. Structure of amyloid β 25–35 in lipid environment and cholesterol-dependent membrane pore formation. Sci Rep. 2019. 9 (1): 1–12. Article 2689.

  33. Karran E., De Strooper B. The amyloid cascade hypothesis: are we poised for success or failure? J. Neurochem. 2016. (139): 237–252.

  34. Keiflin R., Pribut H.J., Shah N.B., Janak P.H. Ventral Tegmental Dopamine Neurons Participate in Reward Identity Predictions. Current Biology. 2019. 29 (1): 93–103. e3.

  35. Koch G., Di Lorenzo F., Bonnì S., Giacobbe V., Bozzali M., Caltagirone C., Martorana A. Dopaminergic Modulation of Cortical Plasticity in Alzheimer’s Disease Patients. Neuropsychopharmacology. 2014. 39 (11): 2654–2661.

  36. Krashia P., Nobili A., D’Amelio M. Unifying Hypothesis of Dopamine Neuron Loss in Neurodegenerative Diseases: Focusing on Alzheimer’s Disease. Front Mol Neurosci. 2019. 12. Article 123.

  37. Kubo T., Kumagae Y., Miller C.A., Kaneko I. β-Amyloid Racemized at the Ser26 Residue in the Brains of Patients with Alzheimer Disease: Implications in the Pathogenesis of Alzheimer Disease. J Neuropathol Exp Neurol. 2003. 62 (3): 248–259.

  38. Kuznetsova A., Brockhoff P.B., Christensen R.H.B. lmerTest Package: Tests in Linear Mixed Effects Models. Journal of Statistical Software. 2017. 82 (1): 1–26.

  39. Llorens-Marítin M., Jurado J., Hernández F., Ávila J. GSK-3β, a pivotal kinase in Alzheimer disease. Front Mol Neurosci. 2014. 7: 1–11.

  40. Majka P., Kublik E., Furga G., Wójcik D.K. Common Atlas Format and 3D Brain Atlas Reconstructor: Infrastructure for Constructing 3D Brain Atlases. Neuroinform. 2012. 10 (2): 181–197.

  41. Maqbool M., Mobashir M., Hoda N. Pivotal role of glycogen synthase kinase-3: A therapeutic target for Alzheimer’s disease. European Journal of Medicinal Chemistry. 2016. 107: 63–81.

  42. Martorana A., Di Lorenzo F., Esposito Z., Lo Giudice T., Bernardi G., Caltagirone C., Koch G. Dopamine D2-agonist Rotigotine effects on cortical excitability and central cholinergic transmission in Alzheimer’s disease patients. Neuropharmacology. 2013. 64: 108–113.

  43. Martorana A., Mori F., Esposito Z., Kusayanagi H., Monteleone F., Codecà C., Sancesario G., Bernardi G., Koch G. Dopamine Modulates Cholinergic Cortical Excitability in Alzheimer’s Disease Patients. Neuropsychopharmacology. 2009. 34 (10): 2323–2328.

  44. Miklya I. The significance of selegiline/(−)-deprenyl after 50 years in research and therapy (1965–2015). Molecular Psychiatry. 2016. 21 (11): 1499–1503.

  45. Millucci L., Ghezzi L., Bernardini G., Santucci A. Conformations and Biological Activities of Amyloid Beta Peptide 25–35. Current Protein and Peptide Science. 2010. 11 (1): 54–67.

  46. Murray A.M., Weihmueller F.B., Marshall J.F., Hurtig H.I., Gottleib G.L., Joyce J.N. Damage to dopamine systems differs between Parkinson’s disease and Alzheimer’s disease with parkinsonism. Annals of Neurology. 1995. 37 (3): 300–312.

  47. Nobili A., Latagliata E.C., Viscomi M.T., Cavallucci V., Cutuli D., Giacovazzo G., Krashia P., Rizzo F.R., Marino R., Federici M., De Bartolo P., Aversa D., Dell’Acqua M.C., Cordella A., Sancandi M., Keller F., Petrosini L., Puglisi-Allegra S., Mercuri N.B., Coccurello R., Berretta N., D’Amelio M. Dopamine neuronal loss contributes to memory and reward dysfunction in a model of Alzheimer’s disease. Nat Commun. 2017. 8: 1–14. Article 14727.

  48. O’Brien W.T., Klein P.S. Validating GSK3 as an in vivo target of lithium action. Biochem Soc Trans. 2009. 37 (Pt5): 1133–1138.

  49. Parihar M.S., Brewer G.J. Amyloid Beta as a Modulator of Synaptic Plasticity. J Alzheimers Dis. 2010. 22 (3): 741–763.

  50. Paxinos G., Watson C. The Rat Brainin Stereotaxic Coordinates. San Diego: Elsevier Academic Press, 2005. 207 c.

  51. Phillips P.E.M., Stuber G.D., Heien M.L.A.V., Wightman R.M., Carelli R.M. Subsecond dopamine release promotes cocaine seeking. Nature. 2003. 422 (6932): 614–618.

  52. Pike C.J., Burdick D., Walencewicz A.J., Glabe C.G., Cotman C.W. Neurodegeneration induced by beta-amyloid peptides in vitro: the role of peptide assembly state. J. Neurosci. 1993. 13 (4): 1676–1687.

  53. Preda S., Govoni S., Lanni C., Racchi M., Mura E., Grilli M., Marchi M. Acute β-Amyloid Administration Disrupts the Cholinergic Control of Dopamine Release in the Nucleus Accumbens. Neuropsychopharmacology. 2007. 33 (5): 1062–1070.

  54. R Core Team. R: The R Project for Statistical Computing. 2019.

  55. Rinne J.O., Säkö E., Paljärvi L., Mölsä P.K., Rinne U.K. Brain dopamine D-2 receptors in senile dementia. J. Neural Transmission. 1986. 65 (1): 51–62.

  56. Robinson D.L., Phillips P.E., Budygin E.A., Trafton B.J., Garris P.A., Wightman R.M. Sub-second changes in accumbal dopamine during sexual behavior in male rats. Neuroreport. 2001. 12 (11): 2549–2552.

  57. Rovira C., Arbez N., Mariani J. Abeta(25–35) and Abeta(1–40) act on different calcium channels in CA1 hippocampal neurons. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. 296 (5): 1317–1321.

  58. Šimić G., Babić Leko M., Wray S., Harrington C.R., Delalle I., Jovanov-Milošević N., Bažadona D., Buée L., de Silva R., Di Giovanni G., Wischik C.M., Hof P.R. Monoaminergic neuropathology in Alzheimer’s disease. Progress in Neurobiology. 2017 151: 101–138.

  59. Takmakov P., Zachek M.K., Keithley R.B., Bucher E., McCarty G.S., Wightman R.M. Characterization of Local pH Changes in Brain Using Fast-Scan Cyclic Voltammetry with Carbon Microelectrodes. Anal Chem. 2010. 82 (23): 9892–9900.

  60. Uzakov S.S., Ivanov A.D., Salozhin S.V., Markevich V.A., Gulyaeva N.V. Lentiviral-mediated overexpression of nerve growth factor (NGF) prevents beta-amyloid [25–35]-induced long term potentiation (LTP) decline in the rat hippocampus. Brain Research. 2015. (1624): 398–404.

  61. Walker Q.D., Rooney M.B., Wightman R.M., Kuhn C.M. Dopamine release and uptake are greater in female than male rat striatum as measured by fast cyclic voltammetry. Neuroscience. 1999. 95 (4): 1061–1070.

  62. Wang D., Noda Y., Zhou Y., Mouri A., Mizoguchi H., Nitta A., Chen W., Nabeshima T. The Allosteric Potentiation of Nicotinic Acetylcholine Receptors by Galantamine Ameliorates the Cognitive Dysfunction in Beta Amyloid 25–35 I.c.v.-Injected Mice: Involvement of Dopaminergic Systems. Neuropsychopharmacology. 2006. 32 (6): 1261–1271.

  63. Wang Y., Liu L., Hu W., Li G. Mechanism of soluble beta-amyloid 25–35 neurotoxicity in primary cultured rat cortical neurons. Neuroscience Letters. 2016. (618): 72–76.

  64. Wei W., Nguyen L.N., Kessels H.W., Hagiwara H., Sisodia S., Malinow R. Amyloid beta from axons and dendrites reduces local spine number and plasticity. Nature Neuroscience. 2010. 13 (2): 190–196.

  65. Xu P., Li Z., Wang H., Zhang X., Yang Z. Triptolide Inhibited Cytotoxicity of Differentiated PC12 Cells Induced by Amyloid-Beta25–35 via the Autophagy Pathway. PLOS ONE. 2015. 10 (11): e0142719.

Дополнительные материалы отсутствуют.