1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Прикладная биохимия и микробиология
  4. T. 55, № 5, 2019

Прикладная биохимия и микробиология, 2019, T. 55, № 5, стр. 441-450

Структурно-функциональные особенности гидролитических ферментов насекомых-фитофагов и белковых ингибиторов растений (обзор)

В. О. Цветков 1, *, Л. Г. Яруллина 1, 2, **

1 Башкирский государственный университет
450076 Уфа, Россия

2 Институт биохимии и генетики УФИЦ РАН
450054 Уфа, Россия

* E-mail: zv347@yandex.ru
** E-mail: yarullina@bk.ru

Поступила в редакцию 17.12.2018
После доработки 18.03.2019
Принята к публикации 22.04.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Рассмотрены и обобщены данные о протеолитических, целлюлолитических, пектолитических и амилолитических ферментах насекомых-вредителей и их ингибиторах из растений. Описана структура, физико-химические и функциональные свойства ферментов и ингибиторов. Анализ данных показал, что для создания альтернативы пестицидам актуален поиск возможных путей повышения активности ингибиторов гидролаз насекомых.

Ключевые слова: гидролитические ферменты, ингибиторы гидролаз, насекомые-вредители, защита растений

Повышение устойчивости сельскохозяйственных растений к болезням и вредителям является одной из важнейших проблем экологически безопасного растениеводства. Решению этой проблемы в значительной степени может способствовать понимание механизмов взаимоотношений растений с организмами-фитофагами. Гидролитические ферменты насекомых-вредителей и патогенных микроорганизмов являются важным звеном при их взаимодействии с растениями, поскольку обеспечивают эффективное расщепление растительных полимеров, составляющих основу кормового субстрата [1–4]. В тканях организмов-фитофагов выявлена активность различных типов гидролаз: катепсиноподобных и трипсиноподобных протеаз [1–4], эндоглюкозидаз [5, 6], целлобиогидролаз и β-глюкозидаз [7, 8], а также α-амилаз [9, 10].

Подавление активности гидролитических ферментов насекомых-вредителей представляет один из эффективных способов реализации механизмов защиты у растений [11, 12]. Известно, что в тканях различных видов растений обнаружены специфические ингибиторы, способные нейтрализовать действие пищеварительных ферментов насекомых [13–19]. Так, описано присутствие в растениях ингибиторов цистеиновых и сериновых протеаз [13–15], целлюлаз различной природы [16], пектиназ [17] и амилаз [18, 19]. В ответ на контакт с растением и поедание его насекомыми происходит интенсивное накопление ингибиторов гидролаз как в пораженных, так и интактных органах [11, 20–22].

Исследование гидролаз фитофагов и специфичных им ингибиторов из растительных тканей представляет интерес как с точки зрения познания молекулярных механизмов взаимодействия растений и организмов-фитофагов, так и с позиции поиска эффективных и экологически безопасных методов защиты культурных растений от насекомых-вредителей.

Протеолитические ферменты. В настоящее время среди гидролитических ферментов насекомых-фитофагов наибольшее количество экспериментальных данных получено о структуре и физиологических свойствах протеаз (табл. 1).

Таблица 1.  

Сведения о некоторых гидролазах насекомых-вредителей и их ингибиторах из растений

Гидролазы и ингибиторы Представители Виды насекомых и растений Молекулярная масса, Да Ссылка
Цистеиновые протеазы Катепсиноподобные цистеиновые протеазы Leptinotarsa decemlineata 38 000 [14, 25–28]
Сериновые протеазы Химотрипсин-подобная протеиназа Coleoptera, Lepidoptera 63 000; 100 000 [29]
Карбоксипептидаза B Helicoverpa zea 35 000 [30]
Аспартатные протеазы Катепсин D-подобная протеиназа Spodoptera exigua, Dysdercus peruvianus, Oulema melanopus 42 000 [32, 33]
Целлюлазы GHF-5 Mesosa myops 36 000 [49]
Nephotettix cincticeps 40 000 [50]
Apriona germari 47 000 [47]
GHF-9 Tribolium castaneum 49 500 [64]
GHF-45 Batocera horsfieldi 25 000 [46]
Пектиназы Полигалактуроназа Sitophilus oryzae 39 000 [74]
Амилазы Альфа-амилаза Tenebrio molitor 50 000 [81]
Ингибиторы сериновых протеаз Кунитца Различные виды 20 000 [88, 92]
Баумана - Бирк Различные виды 8 000 – 10 000 [93–96]
pot II Solanum tuberosum 5500 [97]
MTI2 Sinapis alba 7000 [98]
MCTI Momordica charantia 3000 [99, 100]
RATI Eleusine coracana 14 000 [101]
Ингибиторы цистеиновых протеаз Цистатин-1 Различные виды 13 000 [102–104]
Ингибиторы металлокарбоксипептидаз Solanum tuberosum, Solanum lycopersicum 4000 [106, 107]
Ингибиторы целлюлаз Фенольные соединения Различные виды более 10 000 [108–112]
Ингибиторы пектиназ БИПГ Различные виды 40 000 [113–122]
Лектиноподобные ингибиторы амилаз αAI-1, αAI-2 Vicia faba 23 000 [132]
Ноттиноподобные ингибиторы амилаз Amaranthus hypocondriacus 3500 [130]
Ингибиторы амилаз типа Кунитца Hordeum vulgare, Triticum aestivum, Oryza sativa, Vigna unguiculata 22 000 [132, 133]
Пуротиониноподобные ингибиторы SIα-1, SIα-2, SIα-3 Sorghum bicolor 5000 [134]
СМ-белки Gramineae 13 000 – 18 000 [135]
Тауматиноподобные ингибиторы Зеаматин Zea mays 22 000 [136–138]

Цистеиновые протеазы. Эти протеазы играют важную роль в расщеплении растительной пищи у широкого круга жесткокрылых насекомых [23, 24]. Так, у колорадского жука протеолитические ферменты представлены, в основном, цистеиновыми протеиназами, близкими по свойствам катепсинам B и H млекопитающих [14, 25, 26].

Большинство катепсиноподобных ферментов содержат в активном центре остаток цистеина, играющий роль нуклеофильной группы, и остаток гистидина, который входит в состав каталитического центра протеаз [27]. Данные ферменты характеризуются широкой специфичностью, однако часть из них расщепляет субстрат преимущественно по определенным аминокислотным остаткам. Большая часть катепсиноподобных ферментов является эндопептидазами, а небольшая часть – карбокси- и аминопептидазы. Показано, что их активность ингибируется как синтетическими, так и природными ингибиторами. Как правило, эти ферменты локализованы в полости среднего кишечника насекомого, а рН-оптимум ферментативной активности у большинства из них находится в пределах рН 5–7 [28].

Сериновые протеазы. Подобная химотрипсину протеиназа жесткокрылых насекомых имеет оптимум активности при рН 5.5–6.5 и проявляет чувствительность к ингибиторам сериновых протеиназ [29]. Преобладающий компонент, обуславливающий химотрипсин-подобную активность, представляет собой белок с молекулярной массой около 63 кДа, имеется также минорный компонент с молекулярной массой около 100 кДа. Оптимум рН для проявления ферментативной активности сериновых протеаз сильно различается у разных видов насекомых. В частности, известны сериновые протеазы чешуекрылых с оптимумом активности при щелочном рН (~10) [30]. В пищеварительной системе личинок колорадского жука обнаружены и экзопептидазы – протеазы, подобные карбоксипептидазе А и лейциновой аминопептидазе. Аминопептидазы в отличие от большинства пищеварительных протеаз локализованы в эпителиальной ткани.

Аспартатные протеазы. Сравнительно менее изучены аспартатные протеазы насекомых. Большинство из них характеризуется оптимумом протеолитической активности в кислой области рН (около 3−5) [31]. Катепсин D-подобная аспартатная протеиназа проявляет максимальную ферментативную активность при рН 4.5 [32, 33]. Известно, что данная протеиназа играет важную роль в первоначальном расщеплении белков растительной пищи, в частности, рибулозо-бис-фосфаткарбоксилазы-оксигеназы – мажорного белка листьев картофеля [34]. Последующее расщепление белков пищи осуществляется цистеиновыми (катепсин B- и H-подобными) и сериновыми (подобными химотрипсину) протеиназами.

Выделение протеолитических ферментов в полость кишечника насекомого зависит не столько от количества пищи, а от состава белков в ней. В выделении протеаз задействованы как непосредственное воздействие белков пищи на эпителиальные клетки средней кишки, так и гормональные эффекты, связанные с поступлением пищи в организм [35]. Ферменты образуются в клетках кишечника в мембранно-связанной форме и накапливаются в везикулах, которые, в свою очередь, связываются со структурами цитоскелета, а также выделяются эпителиальными клетками в форме особых комплексов [36], после чего протеазы перемещаются в просвет кишечника.

Целлюлолитические ферменты. Целлюлазы в тканях насекомых представлены целлюлазным комплексом, включающим три типа гидролаз (табл. 1). Это эндоглюканазы, гидролизующие β-1, 4 связи в цепи целлюлозы в случайном месте внутри молекулы, целлобиогидролазы или С1-целлюлазы, отщепляющие целлобизу с конца целлюлозных цепей, а также β-глюкозидазы и целлобиазы, отщепляющие глюкозу с нередуцирующего конца целлюлозной цепи [37, 38]. У насекомых имеется собственная целлюлаза и микробная целлюлаза симбиотических микроорганизмов (у различных родов – Сх- или С1-, или оба фермента одновременно) [39–41].

Целлюлазный комплекс бактерий включает эндоглюканазу, целлобиазу и целлобиогидролазу [42]. Известно, что бактерии способны синтезировать как связанные с клетками, так и внеклеточные формы ферментов. Целлюлозоразрушающие микроорганизмы используют два различных механизма расщепления целлюлозы [43, 44]. Большинство аэробных микроорганизмов выделяют молекулы целлюлаз, которые могут содержать углеводсвязывающий домен на N- или C-конце полипептидной цепи. Анаэробные микроорганизмы, как правило, образуют крупные (более 1000 кДа) мультиферментные комплексы – целлюлосомы, которые обычно прикрепляются к внешней поверхности клетки. У большинства целлюлаз, входящих в целлюлосомы, отсутствует углеводсвязывающий домен, однако он присутствует в связанном с целлюлазами белке скаффолдине. Анализ геномных последовательностей аэробных и анаэробных целлюлозолитических бактерий показал, что существует также третий механизм, характеризующийся отсутствием как целлюлосом, так и углеводсвязывающих доменов в молекуле фермента [45]. Целлюлазы, как находящиеся в составе целлюлосом, так и свободно секретируемые, обладают высоким сходством структуры каталитических доменов и механизмов катализа.

Из разных видов насекомых было выделено как минимум шесть представителей эндоглюканаз. К ним относятся ферменты Psacothea hilaris [https:// www.ncbi.nlm.nih.gov/protein/928430643] и Batocera horsfieldi (25 кДа) [46], Apriona germari (25 и 47 кДа) [47, 48], Mesosa myops (36 кДа) [49], Nephotettix cincticeps (40 кДа) [50] и Nasutitermes takasagoensis (47 кДа) [51, 52]. Две изоформы с молекулярными массами 41 и 42 кДа было выделены из Reticulitermes speratus [53, 54].

В настоящее время на основании сравнительного анализа аминокислотных последовательностей выделяют более 160 семейств гликозил-гидролаз, которые объединяют в 18 кланов [http:// www.cazy.org/Glycoside-Hydrolases.html].

Эндоглюканазы ряда насекомых относятся к семейству гликозил-гидролаз, обозначенных как GHF-5 [49, 50, 55]. У представителей этого семейства присутствует общий структурный мотив (β/α)8-бочонок [56, 57]. Также для большинства целлюлаз этого семейства характерно наличие консервативных аминокислотных остатков Arg79, His122, Asn169 и Glu170, служащих донорами протонов для расщепляемой β-1,4-гликозидной связи. Каталитический центр образуют His254, Tyr256 и Glu307, являющиеся нуклеофильными остатками и передающие гидроксильные остатки на расщепляемую гликозидную связь [58, 59]. В образовании каталитического центра принимают участие Arg79, His122, Asn169, Glu170 и Glu307. Такая структура характерна для эндоглюканаз всех исследованных насекомых. Следует отметить, что сходная структура описана и для целлюлаз бактерий, что позволило выдвинуть гипотезу о горизонтальном переносе генов данных ферментов [60].

Из ряда жуков были выделены эндоглюканазы, относящиеся к структурному семейству, обозначенному как GHF-45 [61, 62]. Исследования трехмерной структуры белков этого семейства показали наличие в их молекуле шести β-бочонков и трех α-спиралей. В качестве донора протонов для каталитического центра выступает Asp121, в качестве нуклеофильной группы Asp10, при этом они являются консервативными остатками.

Из некоторых насекомых были выделены гликозил-гидролазы структурного семейства GHF-9 и показано сходство трехмерной структуры их каталитического домена со структурой ряда эндо- и экзоцеллюлаз грибов [63–65]. Гликозил-гидролазы такого типа расщепляют остатки пятичленных сахаров целлюлозы до тетроз или триоз с обращением конфигурации аномерного углерода, при этом в связывании каталитического центра с субстратом участвуют 18 аминокислотных остатков.

Многие эндоглюканазы насекомых-фитофагов известны как однодоменные белки, то есть содержат только каталитический домен, тогда как многие целлюлазы паразитических грибов содержат как каталитический, так и целюлозосвязывающий домен, а также богатые остатками пролина, треонина и серина линкерные участки, соединяющие два домена [66, 67]. Кроме каталитического и целлюлозосвязывающего доменов, в структуре целлюлазы могут присутствовать и другие элементы, включая дополнительный каталитический домен, фибронектин III-подобные домены, а также повторяющиеся гидрофобные последовательности когезин–докеринового типа.

Пектолитические ферменты. Пектиназы представляют собой комплекс ферментов, который может быть разделен по характеру ферментативной активности, как минимум, на 7 групп (табл. 1) [68]. Общепринято разделять пектиназы на два больших класса – пектинметилэстеразы и пектиндеполимеразы, которые, в свою очередь, делятся на полигалактуроназы и пектатлиазы. Также выделяют протопектиназы, которые разрушают нерастворимый протопектин, и пектинтрансэлиминазы, способные расщеплять уронидные связи пектина без его предварительного деметоксилирования [69, 70].

В ряде работ показано присутствие у насекомых полигалактуроназы, приобретенной, как считают, в результате горизонтального переноса генов [71–73]. Сравнительный анализ генетических последовательностей свидетельствует, что наиболее вероятным источником генов для переноса являлись бактерии [72, 74].

Для пектиназы рисового долгоносика была установлена пространственная структура, в основе которой лежит правозакрученная спираль, образованная β-тяжами. Сравнительный анализ данной структуры позволил сделать заключение о происхождении пектиназы рисового долгоносика от бактериального липопротеина [74].

Амилолитические ферменты. Содержание и активность амилаз в тканях насекомых существенно зависит от природы пищевого субстрата и стадии развития насекомого [9, 75]. Одной из причин такой зависимости может быть влияние пищи на внутреннюю среду насекомого, в частности, на рН. Амилазы жесткокрылых проявляют наибольшую активность в кислой среде, двукрылых – в нейтральной, чешуекрылых – в щелочной [10, 76]. Поскольку экспрессия амилаз обеспечивается множественными копиями генов [10], то, по-видимому, это и позволяет регулировать специфичность их действия и физико-химические свойства для преодоления защитных свойств растений.

α-Амилаза колорадского жука функционирует в широком диапазоне значений рН (от 6.0 до 10.0) и температуры (от 25 до 45°С) с оптимумом около рН 6.5 и 37°С [9]. Максимальная амилолитическая активность отмечена в переднем отделе кишечника колорадского жука, тогда как в среднем – она достаточно мала, а в заднем отсутствует. Так, α‑амилаза капустницы имеет молекулярную массу 80 кДа, оптимум рН около 8.0 и оптимум температуры 35°С [77]. Оптимумы рН и температуры амилазы свекловичной тли составляют 7.0 и 40°C [78], личинок жуков-усачей – 5.2 и 35°C [81], криптолемуса, хищника червецов – 4.0 и 50°C для амилаз кишечника и 6.0 и 60°C амилаз головных желез [80]. Известна пространственная структура α-амилазы мучного хрущака. Этот белок с молекулярной массой около 50 кДа состоит из двух доменов, один из которых относится к семейству α/β-гидролаз, другой – β-гидролаз [81].

Значительное разнообразие физико-химических свойств амилаз насекомых, по-видимому, определяет различия в специфичности их действия и механизмах регуляции.

Ингибиторы протеаз. Наличие протеолитических ферментов важно для усвоения растительной пищи насекомыми-вредителями, поэтому они являются объектом атаки защитных систем растения [11, 82–85]. Известно, что при повреждении листьев томата и картофеля колорадским жуком в растениях наблюдается резкое повышение содержания ингибиторов трипсина и химотрипсина, а при длительном повреждении синтезируются также и ингибиторы цистеиновых и аспартатных протеиназ [14]. У ряда насекомых синтезируются протеазы, нечувствительные к растительным ингибиторам [86], что приводит к значительным повреждениям растений.

Повышение содержания ингибиторов протеаз в растении происходит, как правило, не за счет увеличения концентрации конститутивных соединений, а за счет синтеза их новых специальных форм [87]. Данные формы, образующиеся в ответ на стресс, обладают значительно более высокой специфичностью по отношению к протеазам насекомого-вредителя, чем ингибиторы, постоянно присутствующие в тканях растения.

В настоящее время известно значительное количество ингибиторов протеаз из разных видов растений. Они составляют около 10–15 семейств, различающихся аминокислотной последовательностью и специфичностью по отношению к тому или иному классу протеаз [88]. Так, выделяют ингибиторы сериновых, цистеиновых, аспартатных и металлопротеаз [34].

Ингибиторы сериновых протеаз. Эти ингибиторы обнаружены и описаны для многих видов растений и, по-видимому, являются универсальным компонентом растительных тканей [89]. При этом ферменты данного типа преобладают в растениях. Ингибиторы сериновых протеаз являются конкурентными ингибиторами и действуют по практически одинаковому механизму [90]. Структура молекул сходна у многих их представителей. Так, как правило, активный центр располагается на неупорядоченной петле, стабилизированной дисульфидными связями [34, 91].

Наиболее подробно описаны растительные ингибиторы, названные ингибиторами типа Кунитца. Они представляют собой белки размером приблизительно 20 кДа, содержащие одну-две дисульфидные связи и один центр связывания с ферментом [88]. Эти ингибиторы имеют структуру бета-глобулы, содержащей от 10 до 12 антипараллельных бета-тяжей, соединенных длинными петлями. На одной из петель располагается активный центр, который может образовывать водородные связи с центром связывания фермента. Показано наличие в молекуле ингибитора двух консервативных остатков цистеина, формирующих дисульфидную связь и, таким образом, поддерживающих активный центр и ингибиторную активность белка [92].

Ингибиторы типа Баумана–Бирка. Распространенным семейством растительных ингибиторов сериновых протеаз протеиназ являются ингибиторы типа Баумана–Бирка. Они представляют собой белки с молекулярной массой около 8–10 кДа, богатые остатками цистеина и имеющие два центра связывания с ферментом. Полипептидная цепь ингибитора состоит из 71 аминокислотного остатка и стабилизирована семью дисульфидными связями [93]. Их молекулы содержат участок хорошо выявляемой области “ядра”, снаружи от которой расположены остатки цистеина, а также остатки серина, образующие центр связывания. N- и C-концевые участки белка сильно вариабельны, а центральная область является консервативной и встречается практически в неизменном виде у всех ингибиторов протеаз типа Баумана–Бирк [94–96].

Ингибиторы протеиназ картофеля типа II (pot II). Важнейшую роль в системе защиты растений семейства пасленовых от вредителей играет семейство, названное ингибиторами протеиназ картофеля типа II (pot II). Накопление ингибиторов этого семейства всегда происходит в ответ на инфицирование растения патогеном или его поранение. Для белков семейства pot II характерны такие феномены, как тандемная дупликация, обмен доменами и перестановка Н- (тяжелых) и L- (легких) фрагментов. Известные члены этого семейства содержат от двух до девяти повторяющихся последовательностей, состоящих из примерно 50 аминокислотных остатков и включающих реакционный центр [97].

В семенах горчицы белой обнаружены два различных ингибитора трипсина MTI и MTI2. MTI имеет сходные характеристики с ингибитором трипсина типа Кунитца, а MTI2 является высокоактивным и термостабильным ингибитором и представляет собой полипептид, состоящий из 63 аминокислотных остатков, богатый остатками цистеина и глицина и не имеющий структурной гомологии с другими известными семействами ингибиторов сериновых протеаз из растений [98].

Ингибиторы семейства MCTI (Momordica charantia trypsin inhibitor). Ингибиторы этого семейства содержат примерно 30 аминокислотных остатков. Для них была установлена аминокислотная последовательность и пространственная структура [99, 100].

Известен бифункциональный ингибитор α-амилазы и трипсина из семян дагуссы (RATI), который состоит из 122 аминокислотных остатков и содержит пять дисульфидных мостиков. Была установлена его аминокислотная последовательность и пространственная структура [101].

Ингибиторы цистеиновых протеаз. К настоящему времени ингибиторы цистеиновых протеаз достаточно хорошо изучены у отдельных растений. ЯМР-исследования структуры одного из представителей этой группы ингибиторов, цистатина-1, показали наличие в молекуле хорошо выраженной основной глобулы, α-спирали и пяти антипараллельных β-листов [102]. Подобные структуры были найдены среди белков животных со сходной функциональной активностью. В ряде работ было показано наличие в одном и том же растении нескольких сходных по структуре и механизму действия ферментов, различающихся лишь константой ингибирования [103, 104]. Для растительных цистатинов характерно присутствие двух дисульфидных связей, расположенных в С-концевой области молекулы. Цистатины состоят из ~115 аминокислотных остатков и имеют молекулярную массу около 13 кДа.

Ингибиторы аспартатных протеаз. Эти ингибиторы по структуре близки к ингибиторам трипсина типа Кунитца из сои [34]. Большинство аспартатных протеаз из тканей различных видов животных имеют сходное молекулярное строение, которому соответствует специфическая структура их ингибиторов растительного происхождения. Центр связывания ингибитора располагается в участке молекулы, содержащем петлю между двумя β-тяжами [105].

Ингибиторы металлокарбоксипептидаз. Эти ингибиторы из картофеля и томата представляют собой пептиды с молекулярной массой ~4 кДа, функционирующие по конкурентному механизму и эффективно ингибирующие карбоксипептидазы как животных, так и микроорганизмов. Однако сериновые карбоксипептидазы грибов и растений не подвержены их действию [106, 107].

Ингибиторы целлюлаз. Ингибиторы целлюлолитических ферментов были найдены в органах растений различных семейств (в листьях, цветках, плодах, семенах и стеблях) [16, 108]. Природные ингибиторы целлюлаз характеризуются достаточно большой молекулярной массой (более 10 кДа), термостабильностью, устойчивостью при диализе и действии растворов слабых кислот и щелочей, а также веществ-осадителей (например, ТХУ) [109].

Ингибиторы целлюлаз представляют собой продукты полимеризации фенолов. Они часто обнаруживаются в растениях в комплексе с ингибиторами амилаз и пектиназ. Разные сорта одного и того же вида растений содержат неодинаковое количество ингибиторов целлюлаз, а целлюлазы различного происхождения различаются своей восприимчивостью к действию ингибиторов [110, 111]. Самая высокая активность танинов среди древесных пород отмечена у Salix pentandra, наряду с Betula pendula, Betula nana, Betula pubescens, Salix caprea и Pinus sylvestris. [112]. Способность подавлять активность экзогенных целлюлаз показана и для кумаровой, феруловой и синаповой кислот [108], а также для некоторых веществ углеводной природы. Так, из Triticum aestivum были выделены ингибиторы целлюлаз, представляющие собой олигосахариды, состоящие из смеси ксило- и глюкоолигосахаридов [108].

Взаимодействие растительных ингибиторов с целлюлазами насекомых (в отличие от микроорганизмов) изучено недостаточно, хотя можно предположить, что данные, полученные для микроорганизмов, могут быть применимы и для насекомых. Так, потенциальными ингибиторами целлюлаз насекомых (как и бактерий) являются природные гликозилированные флавоноиды [16]. Белковые фракции экстракта листьев Azdirachta indica и Buxus sempervirens подавляли активность эндоглюканаз мучнистого жука [112].

Ингибиторы пектиназ. В растительных тканях присутствуют соединения, обладающие способностью замедлять ферментативный гидролиз пектинов. Они найдены как в вегетативных, так и генеративных органах растений: в листьях, плодах, клубнях, стеблях и т.д. (табл. 1) [113]. Природные ингибиторы пектиназ характеризуются растворимостью в воде и органических растворителях, а также термостабильностью. Они полностью или частично инактивируют ферменты, расщепляющие пектины. Белки, ингибирующие полигалактуроназы патогенных микроорганизмов и насекомых-вредителей (БИПГ), встречаются как у одно-, так и у двудольных растений [114–117]. Показано усиление экспрессии генов БИПГ в ответ на поранение насекомыми [118, 119]. БИПГ причисляют к большому классу белков растений, принимающих участие в межмолекулярных взаимодействиях и включающих повторы, обогащенные остатками лейцина LRR (от leucine-rich repeat) [120]. Наличие этих повторов необходимо для образования подвижного структурного каркаса, обеспечивающего белок-белковое взаимодействие. Эластичность конструкции допускает некоторую модификацию формы рецепторного участка в зависимости от потребностей, подобно тому, как антитела могут слегка изменять конфигурацию при связывании с антигеном [114].

Работы с трансгенными растениями по блокированию или сверхэкспрессии генов подтверждают, что белкам с LRR отводится существенная роль в процессах роста и развития тканей растений, а также в их взаимодействии с атакующими организмами-фитофагами, поскольку многие продукты R-генов причисляют к данной группе [121]. Тем не менее, механизм функционирования этих белков изучен недостаточно. Белки с LRR имеют различную локализацию. Так, некоторые из них встречаются в цитозоле, другие находятся в плазматической мембране и обладают внутриклеточными и экстрацеллюлярными доменами. Белковый ингибитор полигалактуроназы относится к полностью экстрацеллюлярным белкам (eLRR). Присутствие БИПГ в апопласте подтверждается тем, что он экстрагируется из тканей методом вакуумной инфильтрации [114]. Подавляющая часть известных БИПГ представляет собой гликопротеины с молекулярной массой около 40 кДа. При этом на долю углеводов в их молекулах приходится 20% от общей массы [122]. В молекулах БИПГ из разных растений варьирует количество и положение сайтов гликозилирования, что, вероятно, может способствовать определению специфичности взаимодействия с лигандами. Степень гликозилирования одного и того же белка может зависеть от места его экспрессии [114]. Гены pPGIP, кодирующие БИПГ, были клонированы из разных видов растений и объединены по признаку значительного сходства в небольшие семейства [121].

Ингибиторы амилаз. Ингибиторы амилаз так же, как и ингибиторы протеиназ, обнаруживаются у растений различных семейств: злаковых (Gramineae), бобовых (Fabaceae), пасленовых (Solanaceae) и др. (табл. 1) [123, 124]. Ингибиторы белковой природы избирательно взаимодействуют с амилазами и образуют неактивные комплексы “амилаза – ингибитор” [125]. Известны также и бифункциональные ингибиторы (БФИ), которые способны взаимодействовать не только с α-амилазой, но одновременно и протеазами. Наиболее изученными БФИ являются ингибиторы α-амилазы и субтилизина из ячменя и пшеницы [124]. Известны также БФИ, действующие на протеиназу К и α-амилазу из пшеницы [127], α-амилазу и химотрипсин из кукурузы [128], α-амилазу млекопитающих и трипсин [126]. С использованием методов кристаллографии и компьютерного моделирования показано, что в формировании комплекса амилаза – ингибитор амилазы участвуют водородные связи, ионные и в меньшей степени гидрофобные взаимодействия [129]. Ингибиторы α-амилаз используются растениями в качестве защитного механизма против насекомых-вредителей, а также патогенных микроорганизмов [129, 130]. На основании структурного сходства выделяют шесть различных семейств белковых ингибиторов α-амилаз растительного происхождения (AAI – alpha amylase inhibitors): лектиноподобные, ноттиноподобные, ингибиторы α-амилазы типа Кунитца, γ-пуротиониноподобные, СМ(chloroform-methanol)-белки и тауматиноподобные [131].

Лектиноподобные ингибиторы. В почках бобов идентифицируются два лектиноподобных ингибитора α-амилаз, обозначенные как αAI-1 и αAI-2. Эти белки проявляют различную специфичность по отношению к α-амилазам вследствие мутации в их первичной структуре. Так, αAI-1 ингибирует α-амилазы млекопитающих и некоторых насекомых, но не подавляет активность α‑амилаз мексиканского долгоносика. Ингибитор αAI-2 активен по отношению к α-амилазам Zabrotes subfasciatus, но не ингибирует α-амилазы вышеперечисленных групп животных [132].

Ноттиноподобные ингибиторы. Основные ингибиторы α-амилаз, присутствующие в семенах Amaranthus hypocondriacus L., представляют собой полипептид, состоящий из 32 аминокислотных остатков с тремя дисульфидными мостиками. AAI подавляет активность α-амилаз T. castaneum и Prostephanus truncates, но не ингибирует α-амилазы млекопитающих [130].

Ингибиторы α-амилазы типа Кунитца. Эта группа ингибиторов встречается в таких зерновых культурах, как ячмень, пшеница и рис [132], а также в бобовых, в частности в вигне початковой [133]. Ингибиторы α-амилаз из Vigna unguiculata L. подавляют с разной интенсивностью активность α-амилаз млекопитающих и насекомых [133]. Ингибиторы α‑амилазы/субтилизина (BASI) обладают бифункциональными свойствами, и именно они участвуют в защите растений и выступают в роли эндогенных регуляторов активности α-амилаз [132].

γ-Пуротиониноподобные ингибиторы. Представители этого семейства состоят из 47-48 аминокислотных остатков и обладают выраженной ингибирующей активностью по отношению к α-амилазам насекомых. Белки SIα-1, SIα-2 и SIα-3, выделенные из Sorghum bicolor, подавляют активность α‑амилаз таракана и саранчи, но не действуют на α-амилазы слюны человека. Эта группа ингибиторов не ингибирует α-амилазы поджелудочной железы свиньи, ячменя и Bacillus sp. Все три изоформы содержат восемь остатков цистеина, образующих четыре дисульфидных мостика [134].

СМ-белки. Белки, растворимые в хлороформе и метаноле (СМ-белки), относятся к большому семейству белков семян злаковых (Gramineae), состоящих из 120–160 аминокислотных остатков и имеющих пять дисульфидных связей. СМ-белки обладают типичным α-амилаза/трипсин-доменом [135]. Эта структурная особенность определяет их способность подавлять активность как α-амилаз, так и трипсин-подобных ферментов [135].

Тауматиноподобные ингибиторы. Это семейство содержит белки с молекулярной массой около 22 кДа, гомологичные белку тауматину из плодов Thaumatococcus daniellii и подавляющие ферменты грибов, бактерий и насекомых [136]. Зеаматин, выделенный из кукурузы, является типичным представителем этого семейства ингибиторов. Он проявляет ингибирующую активность по отношению к α-амилазам насекомых, но не активен по отношению к α-амилазе млекопитающих. Структуру белка составляют 13 β-слоев, 11 из которых образуют β-сэндвич [137, 138]. Зеаматин применяется в качестве противогрибных препаратов, поскольку он обладает способностью связывать β-1,3-глюкан грибной клеточной стенки [131].

Таким образом, имеющиеся в настоящее время сведения о гидролитических ферментах насекомых и их ингибиторах из растений свидетельствуют о том, что подавление активности экзогенных гидролаз специфическими ингибиторами представляет один из эффективных способов реализации защитных свойств растительного организма против организмов-фитофагов. Можно предположить, что использование ингибиторов гидролаз в качестве биопестицидов окажется перспективным и экологически безопасным способом защиты растений от насекомых-вредителей и патогенных микроорганизмов. По сравнению с традиционными “химическими” пестицидами они действуют более специфично и оказывают меньшее отрицательное воздействие на окружающую среду. В то же время для биопестицидов остаются нерешенными вопросы их химической стойкости, а также биологической и экономической эффективности их использования [139]. Решением этих вопросов может быть создание препаратов, защитное действие которых будет основано на индукции синтеза ингибиторов гидролаз в растительных тканях.

Работа частично выполнялась по теме госзадания, № госрегистрации АААА-А16-116020350027-7.

Список литературы

  1. Hartl M., Giri A., Kaur H., Baldwin I. // Plant Cell. 2010. V. 22. № 12. P. 4158–4175.

  2. Schluter U., Benchabane M., Munger M., Kiggundu A., Vorster J., Goulet M., Cloutier C., Michaud D. // J. Exp. Botany. 2010. V. 61. № 15. P. 4169–4183.

  3. Pereira D., Ramos M., Souza D., Portela T., Guimaraes J., Madeira S., Freitasa C. // Plant Sci. 2010. V. 179. № 4. P. 348–355.

  4. Jongsma M., Beekwilder J. // Curr. Protein Pept. Sci. 2011. V. 12. № 5. P. 437–447.

  5. Morrison M., Pope P., Denman S., McSweeney C. // Curr. Opin. Biotechnol. 2009. V. 20. № 3. P. 358–363.

  6. Pope P., Denman S., Jones M., Tringe S., Barry K., Malfatti S., McHardy A., Cheng A., Hugenholtz P., McSweeney C., Morrison M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 33. P. 14793–14798.

  7. Anand A., Vennison S., Sankar S., Prabhu D., Vasan P., Raghuraman T., Geoffrey C., Vendan S. // J. Insect Sci. 2010. V. 10. № 107. P. 1–20.

  8. Allardyce B., Linton S., Sa R. // J. Exp. Biol. 2010. V. 213. № 23. P. 2950–2957.

  9. Khorram M., Adab R., Yazdaniyan M., Jafarnia S. // Adv. Env. Biol. 2010. V. 4. № 1. P. 101–107.

  10. Da Lage J. // Int. J. Insect Sci. 2018. V. 10. P. 1–14.

  11. Heil M. // Trends Plant Sci. 2009. V. 14. № 7. P. 356–363.

  12. Shinya T., Hojo Y., Desaki Y., Christeller J.T., Okada K., Shibuya N., Galis I. // Sci. Rep. 2016. V. 1. №. 6 P. 325–337.

  13. Конарев Ал.В. Современные системы защиты и новые направления в повышении устойчивости картофеля к колорадскому жуку. Т. 1. / Ред. Скрябин К.Г. и Новожилов К.В. М.: Центр “Биоинженерия” РАН, 2000. С. 35–40.

  14. Валуева Т.А., Мосолов В.В. // Успехи биологической химии. 2002. Т. 42. С. 193–216.

  15. Ma J., Zhao Q., Lu M., Wang J. // Tree Genet. Genomes. 2011. V. 7. № 2. P. 431–441.

  16. Sami A., Shakoori A. // J. Med. Plants Res. 2011. V. 5. № 2. P. 184–190.

  17. Lee O., Sathiyaraj G., Kim Y., In J., Kwon W., Kim J., Yang D. // J. Ginseng Res. 2011. V. 35. № 1. P. 1–11.

  18. Конарев Ал.В., Фомичева Ю.В. // Биохимия. 1991. Т. 56. № 4. С. 628–638.

  19. Sivakumar S., Mohan M., Franco O., Thayumanavan B. // Pestic. Biochem. Phys. 2006. V. 85. № 3. P. 155–160.

  20. Ryan C. // Annu. Rev. Phytopathol. 1990. V. 28. P. 425–449.

  21. Bruinsma M., Loon J., Dicke M. // Plant Signal. Behav. 2010. V. 5. № 3. P. 271–274.

  22. Zhou S., Lou Y.R., Tzin V., Jander G. // Plant Physiol. 2015. V. 169. № 3. P. 1488–1498.

  23. Ramos M., Grangeiro T., Freire E., Sales M., Souza D., Araujo E., Freitas C. // Arthropod-Plant Interact. 2010. V. 4. № 1. P. 57–67.

  24. Sojka D., Francischetti I., Calvo E., Kotsyfakis M. // Adv. Exp. Med. Biol. 2011. V. 712. P. 177–191.

  25. Edwards M., Gatehouse J., Gatehouse A. // Insect Biochem. Molec. 2010. V. 40. № 11. P. 785–791.

  26. Chi Y., Jing X., Lei J., Ahn J., Koo Y., Yun D., Lee S., Behmer S., Koiwa H., Zhu-Salzman K. // J. Insect Physiol. 2011. V. 57. № 3. P. 391–399.

  27. Варфоломеев С.Д., Пожитков А.Е. // Вестн. Моск. ун-та. 2000. Т. 41. № 3. С. 147.

  28. Gruden K., Popovic T., Cimerman N., Krizaj I., Strukelj B. // Biol. Chem. 2003. V. 384. № 2. P. 305–310.

  29. Novillo C., Castanera P., Ortego F. // Arch. Insect Biochem. 1997. V. 36. P. 181–201.

  30. Johnston K.A., Lee M.J., Gatehouse J.A., Anstee J.H. // Insect Biochem. 1991. V. 21. № 4. P. 389–397.

  31. Lawrence P., Koundal K. // Eur. J. Biochem. 2002. V. 5. № 1. https://doi.org/10.2225/vol5-issue1-fulltext-3

  32. Thie N., Houseman J. // Insect Biochem. 1990. V. 20. № 3. P. 313–318.

  33. Gacko M., Minarowska A., Karwowska A., Minarowski £. // Folia Histochem. Cytobiol. 2007. V. 45. № 4. P. 291–313.

  34. Brunelle F., Nguyen-Quoc B., Cloutier C., Michaud D. // Insect Biochem. Physiol. 1999. V. 42. № 1. P. 88–98.

  35. Sui Y., Wang J., Zhao X. // Insect Mol. Biol. 2009. V. 18. № 4. P. 443–452.

  36. Philippe R., Ralph S., Kulheim C., Jancsik S., Bohlmann J. // New Phytologist. 2009. V. 184. № 4. P. 865–884.

  37. Ueda M., Goto T., Nakazawa M., Miyatake K., Sakaguchi M., Inouye K. A. // Comp. Biochem. Phys. B. 2010. V. 157. № 1. P. 26–32.

  38. Llewellyn D., Marston T., Teutemacher K., Higgins J., Melgarejo T. // Anim. Feed Sci. Tech. 2010. V. 160. № 1–2. P. 39–48.

  39. Calderon-Cortes N., Quesada M., Watanabe H., Cano-Camacho H., Oyama K. // Annu. Revs. Ecol. Evol. Syst. 2012. № 43. P. 45–71.

  40. Douglas A. // J. Chem. Ecol. 2013. V. 39. № 7. P. 952–961.

  41. Fischer R., Ostafe R., Twyman R.M. // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2013. V. 136. P. 51–64.

  42. Douglas A. // Funct. Ecol. 2009. V. 23. № 1. P. 38–47.

  43. Bayer E.A., Belaich J.P., Shoham Y., Lamed R. // Annu. Rev. Microbiol. 2004. V. 58. P. 521–554.

  44. Doi R.H., Kosugi A. // Nat. Rev. Microbiol. 2004. V. 2. P. 541–551.

  45. Wilson D. // Ann. New York Acad. Sci. 2008. V. 1125. P. 289–297.

  46. Mei H.Z., Xia D.G., Zhao Q.L., Zhang G.Z., Qiu Z.Y., Qian P., Lu C. // Gene. 2016. V. 576. № 1. P. 45–51.

  47. Lee S.J., Lee K.S., Kim S.R., Gui Z.Z., Kim Y.S., Yoon H.J., Kim I., Kang P.D., Sohn H.D., Jin B.R. // Comp. Biochem. Phys. B. 2005. V. 140. № 4. P. 551–560.

  48. Wei Y.D., Lee K.S., Gui Z.Z., Yoon H.J., Kim I., Zhang G.Z., Guo X., Sohn H.D., Jin B.R. // Comp. Biochem. Phys. B. 2006. V. 145. № 2. P. 220–229.

  49. Liu J., Song K., Teng H., Zhang B., Li W., Xue H., Yang X. // Acta Biochim. Biophys. Sin. 2015. V. 47. № 9. P. 741–748.

  50. Hattori M., Komatsu S., Noda H., Matsumoto Y. // PLoS One. 2015. V. 10. № 4. E0123671. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0123671

  51. Tokuda G., Watanabe H., Matsumoto T., Noda H. // Zool. Sci. 1997. V. 14. № 1. P. 83–93.

  52. Tokuda G., Watanabe H., Hojo M., Fujita A., Makiya H., Miyagi M., Arakawa G., Arioka M. // J. Insect Physiol. 2012. V. 58. № 1. P. 147–154.

  53. Watanabe H., Nakamura M., Tokuda G., Yamaoka I., Scrivener A., Noda H. // Insect Biochem. Mol. Biol. 1997. V. 27. № 4. P. 305–313.

  54. Itakura S., Masuta T., Tanaka H., Enoki A. // J. Econ. Entomol. 2006. V. 99. № 1. P. 123–128.

  55. Rosso M., Favery B., Piotte C., Arthaud L., De Boer J., Hussey R. // Mol. Plant Microbe Interact. 1999. V. 12. № 7. P. 585-591.

  56. Graham J., Clark M., Nadler D., Huffer S. // Nat. Commun. 2011. V. 2. № 1. P. 375.

  57. Sharma P., Kaila P., Guptasarma P. // FEBS J. 2016. V. 283. № 23. P. 4340–4356.

  58. Ducros V., Czjzek M., Belaich A., Gaudin C., Fierobe H., Belaich J. // Structure. 1995. V. 3. P. 939–949.

  59. Liberato M.V., Silveira R.L., Prates É.T., de Araujo E.A., Pellegrini V.O., Camilo C.M., Kadowaki M.A., Neto Mde O., Popov A., Skaf M.S., Polikarpov I. // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 234–273.

  60. Yan Y., Smant G., Stokkermans J., Qin L., Helder J., Baum T. // Gene. 1998. V. 220. № 1–2. P. 61–70.

  61. Girard C., Jouanin L. // Insect Biochem. Mol. Biol. 1999. V. 29. № 12. P. 1129–1142.

  62. Wei Y.D., Lee K.S., Gui Z.Z., Yoon H.J., Kim I., Je Y.H., Lee S.M., Zhang G.Z., Guo X., Sohn H.D., Jin B.R. // Insect Biochem. Mol. Biol. 2006. V. 36. № 6. P. 435–441.

  63. Sakon J., Irwin D., Wilson D., Karplus P. // Nat. Struct. Biol. 1997. V. 4. № 7. P. 810–881.

  64. Willis J.D., Oppert B., Oppert C., Klingeman W.E., Jurat-Fuentes J.L. // J. Insect Physiol. 2011. V. 57. № 2. P. 300–306.

  65. Shelomi M., Watanabe H., Arakawa G. // J. Insect Physiol. 2014. V. 60. P. 25–30.

  66. Beguin P., Aubert J. // FEMS Microbiol. 1994. Rev. 13. P. 25–58.

  67. Behera B.C., Sethi B.K., Mishra R.R., Dutta S.K., Thatoi H.N. // J. Genet. Eng. Biotechnol. 2017. V. 15. № 1. P. 197–210.

  68. Arunachalam C., Asha S. // Adv. Biotech. J. 2010. V. 9. № 561. P. 1–5.

  69. Jayani R., Saxena S., Gupta R. // Process Biochem. 2005. V. 40. № 9. P. 2931–2944.

  70. Карасева А.Н., Соснина Н.А., Минзанова С.Т., Миронов В.Ф., Рыжков Д.В., Карлин В.В., Щепаева О.В. // Химия и технология растительных веществ. Материалы Всероссийской конф. Казань: ИОФХ им. А.Е. Арбузова КазНЦ РАН, 2002. С. 112–115.

  71. Shen Z., Denton M., Mutti N., Pappan K., Kanost M., Reese J., Reeck G. // J. Insect Sci. 2003. V. 3. № 24. 63.

  72. Shen Z., Pappan K., Mutti N., He Q., Denton M., Zhang Y., Kanost M., Reese J., Reeck G. // J. Insect Sci. 2005. V. 5. № 21.

  73. Shelomi M., Danchin E., Heckel D., Wipfler B., Bradler S., Zhou X., Pauchet Y. // Sci. Rep. 2016. V. 6. № 26388. https://doi.org/10.1038/srep26388

  74. Teller D.C., Behnke C.A., Pappan K., Shen Z., Reese J.C., Reeck G.R., Stenkamp R.E. // Acta Crystallogr. F. 2014. V. 70. № 11. P. 1480–1484.

  75. Shabarari M., Naseri B., Zibaee A., Hajizadeh J. // J. Crop Prot. 2014. V. 3. № 2. P. 245–254.

  76. Zang F., Zhu Y., Cohen A. // Insect Biochem. Mol. Biol. 2002. V. 32. № 4. P. 455–464.

  77. Sharifloo A., Zibaee A., Sendi J., Jahroumi K. // Front. Physiol. 2016. V. 7. P. 96.

  78. Darvishzadeh A., Bandani A., Mousavi Q. // Plant Protect. Scie. 2013. V. 50. № 2. P. 84–89.

  79. Patil N.K., Raut G.A., Gaikwad S.M. // J. Entomol. Zool. Stud. 2016. V. 4. № 5. P. 45–48.

  80. Ahmadi F., Khani A., Ghadamyari M. // Crop Prot. 2012. № 1. P. 97–105.

  81. Strobl S., Gomis-Ruth F.X., Maskos K., Frank G., Huber R., Glockshuber R. // FEBS Lett. 1997. V. 409. № 1. P. 109–114.

  82. Конарев А.В. // Современные системы защиты и новые направления в повышении устойчивости картофеля к колорадскому жуку. М.: Наука, 2000. С. 35–40.

  83. Яруллина Л.Г., Ахатова А.Р., Касимова Р.И. // Физиология растений. 2016. Т. 63. № 2. С. 205–217.

  84. Hamza R. // BMC Plant Biol. 2018. V.25. № 18(1). Article number 24. https://doi.org/10.1186/s12870-018-1240-6

  85. War A.R., Taggar G.K., Hussain B., Taggar M.S., Nair R.M., Sharma H.C. // AoB PLANTS. 2018. V. 10. Article number ply037. https://doi.org/10.1093/aobpla/ply037

  86. Machado S.W., de Oliveira C.F.R., Zério N.G., Parra J.R.P., Macedo M.L.R. // Arch. Insect Biochem. Physiol. 2017. V. 95. № 4. https://doi.org/10.1002/arch.21393

  87. Zhao Y., Botella M., Subramanian L., Ni X., Nielsen S., Bressan R., Hasegawa P. // Plant Physiol. 1996. V. 111. № 4. P. 1299–1306.

  88. Major J., Constabel C. // Plant Physiol. 2008. V. 146. № 3. P. 888–903.

  89. Viswanathan A., Kuriakose B., Bharadwaj S., Thomas G. // Plant Mol. Biol. Report. 2011. V. 29. № 4. P. 825–834.

  90. Laluk K., Mengiste T. // Plant J. 2011. V. 68. № 3. P. 480–494.

  91. Gourinath S., Alam N., Srinivasan A., Betzel C., Singh T. // Acta Cryst. 2000. V. 56. № 2. P. 287–293.

  92. Mukhopadhyay D. // J. Mol. Evol. 2000. V. 50. № 3. P. 214–223.

  93. Birk Y. // Int. J. Pept. Protein Res. 1985. V. 25. № 2. P. 113–131.

  94. Caccialupi P., Ceci L., Siciliano R., Pignone D., Clemente A., Sonnante G. // Food Chem. 2010. V. 120. № 4. P. 1058–1066.

  95. Prasad E., Dutta-Gupta A., Padmasree K. // Phytochemistry. 2010. V. 71. № 4. P. 363–372.

  96. Muricken D., Gowda L. // J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2011. V. 26. № 4. P. 553–560.

  97. Kong L., Ranganathan S. // BMC Bioinformatics. 2008. № 9 (Suppl. 1). P. 22.

  98. Volpicella M., Schipper A., Jongsma M.A., Spoto N., Gallerani R., Ceci L.R. // FEBS Letters. 2000. V. 468. № 2–3. P. 137–141.

  99. Laure H., Faca V., Izumi C., Padovan J., Greene L.G. // Phytochemistry. 2006. № 67. P. 362–370.

  100. Huang B., Ng T.B., Fong W.P., Wan C.C., Yeung H.W. // Int. J. Biochem. Cell Biol. 1999. V. 31. № 6. P. 707–715.

  101. Strobl S., Mühlhahn P., Bernstein R., Wiltscheck R., Maskos K., Wunderlich M., Huber R., Glockshuber R., Holak T.A. // Biochemistry. 1995. V. 34. № 26. P. 8281–8293

  102. Nagata K., Kudo N., Abe K., Arai S., Tanokura M. // Biochemistry. 2000. V. 39. № 48. P. 14753–14760.

  103. Arai S., Watanabe H., Kondo H., Emori Y., Abe K. // J. Biochem. 1991. V. 109. № 2. P. 294–298.

  104. Kondo H., Abe K., Emori Y., Arai S. // FEBS Letters. 1991. V. 278. № 1. P. 87–90.

  105. Frazao C., Bento I., Costa J., Soares C., Verissimo P., Faro C., Pires E., Cooper J., Carrondo M. // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 39. P. 27694–27701.

  106. Weeda S., Kumar G., Knowles N. // Planta. 2009. V. 230. № 1. P. 73–84.

  107. Kim J., Park S., Hwang I., Cheong H., Nah J., Nahm K., Park Y. // Int. J. Mol. Sci. 2009. V. 10. № 6. P. 2860–2872.

  108. Golba B., Treutter D., Kollar A. // Trees. 2011. V. 26. № 1. P. 131–139.

  109. Kont R., Kurasin M., Teugjas H., Valjamae P. // Biotechnol. Biofuels. 2013. V. 6. № 1. P. 1–14.

  110. Kars I., Jan van Kan A.L. // Biologia. 2008. V. 63. № 1. P. 99–118.

  111. Van den Brink J., De Vries R. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2011. V. 91. № 6. P. 1477–1492.

  112. Fayyaz-ur-Rehman M., Tariq M., Aslam M., Khadija G., Iram A. // Open Enzym. Inhib. J. 2009. V. 2. P. 8–11.

  113. Hwang B.H., Bae H., Lim H.S., Kim K.B., Kim S.J., Im M.H, Park B.S., Kim D.S., Kim J. // Plant Cell Tiss. Org. Cult. 2010. V. 103. № 3. P. 293–305.

  114. Проценко М.А., Буза Н.Л., Криницина А.А., Буланцева Е.А., Кораблёва Н.П. // Биохимия. 2008. Т. 73. № 10. С. 1317–1328.

  115. Kalunke R., Tundo S., Benedetti M., Cervone F., De Lorenzo G., D’Ovidio R. // Front Plant Sci. 2015. V. 6. Article 146. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00146

  116. D’Ovidio R., Raiola A., Capodicasa C., Devoto A., Pontiggia D., Roberti S., Galletti R., Conti E., O’Sullivan D., De Lorenzo G. // Plant Physiol. 2004. V. 135. № 4. P. 2424–2435.

  117. Frati F., Galletti R., De Lorenzo G., Salerno G., Conti E. // Eur. J. Entomol. 2006. V. 103. № 3. P. 515–522.

  118. Li H., Smigocki A. // Physiol. Mol. Plant Pathol. 2016. V. 96. № 1. P. 8–18.

  119. Liu N., Zhang X., Sun Y., Wang P., Li X., Pei Y., Li F., Hou Y. // Scie. Reps. 2017. V. 7. Article number 39840.

  120. Protsenko M.A., Bulantseva E.A., Korableva N.P. // Russian J. Plant Physiol. 2010. V. 57. № 3. P. 356–362.

  121. Federici L., Di Matteo A., Fernandez-Recio J., Tsernoglou D., Cervone F. // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 65–70.

  122. Maulik A., Ghosh H., Basu S. // BMC Genomics. 2009. V. 10. (Suppl. 3). S19. https://doi.org/10.1186/1471-2164-10-S3-S19

  123. Valencia-Jimenez A., Arboleda V., Grossi de Se M.F. // J. Agric. Food Chem. 2008. V. 56. № 7. P. 2315–2320.

  124. Capocchi A., Muccilli V., Cunsolo V., Saletti R., Foti S., Fontanini D. // Phytochemistry. 2013. V. 88. № 1. P. 6–14.

  125. Хадеева Н.В., Кочиева Е.З., Чередниченко М.Ю., Яковлева Е.Ю., Сидорук К.В., Богуш В.Г., Дунаевский Я.Е., Белозерский М.А. // Биохимия. 2009. Т. 74. № 3. С. 320–329.

  126. Исламов Р.А., Фурсов О.В. // Прикл. биохимия и микробиология. 2007. Т. 43. № 4. С. 419–423.

  127. Zemke K.J., Muller-Fahrnow A., Jany K. // FEBS Letters. 1991. V. 279. № 2. P. 240–242.

  128. Нестеренко М.В., Гвоздева Е.Л., Мицкевич Л.Г., Мосолов В.В. // Биохимия. 1989. Т. 54. № 5. С. 838–845.

  129. Kalve N.D., Lomate P.R., Hivrale V.K. // Arthropod Plant Interact. 2012. V. 6. № 2. P. 213–220.

  130. Mehrabadi M., Bandani A.R., Saadati F. // J. Insect Sci. 2010. V. 10. № 1. P. 1–13.

  131. Franco L., Rigden D., Melo F., Grossi de Sa M. // Eur. J. Biochim 2002. V. 269. № 2. P. 397–412.

  132. Svensson B., Fukuda K., Nielsen P.K., Bonsager B.C. // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1696. № 2. P. 145–156.

  133. Alves D.T., Vasconcelos I.M., Oliveira J.T., Farias L.R., Dias S.C., Chiarello M.D. // Pest. Biochem. Physiol. 2009. V. 95. № 3. P. 166–172.

  134. Nitti G., Orru S., Bloch C.Jr., Morhy L., Marino G., Pucci P. // Eur. J. Biochim. 1995. V. 228. № 2. P. 250–256.

  135. Campos F., Richardson M. // FEBS Letters. 1983. V. 152. № 2. P. 300–304.

  136. Dafoe N., Gowen B., Constabel P. // BMC Plant Biol. 2010. V. 10. Article number: 191. https://doi.org/10.1186/1471-2229-10-191

  137. Iulek J., Franco O.L., Silva M., Slivinski C.T., Bloch C.Jr., Rigden D.J., Grossi de Sa M.F. // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2000. V. 32. № 11–12. P. 1195–1204.

  138. Халилуев М.Р., Шпаковский Г.В. // Физиология растений. 2013. Т. 60. № 6. С. 763–775.

  139. Gupta P., Singh A., Shukla G., Wadhwa N. // JPR. 2013. V. 1. № 5. P. 449–458.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Прикладная биохимия и микробиология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал