1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Физиология растений
  4. T. 70, № 7, 2023

Физиология растений, 2023, T. 70, № 7, стр. 743-757

Получение длительно культивируемой эмбриогенной культуры Papaver rupifragum Boiss. & Reut. и ее цитологическое и биохимическое исследование

Н. И. Румянцева a, b, *, Ю. А. Костюкова a, А. И. Валиева a, А. Н. Акулов a, М. В. Агеева a

a Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Казанский институт биохимии и биофизики – обособленное структурное подразделение Федерального исследовательского центра “Казанский научный центр Российской академии наук”
Казань, Россия

b Казанский федеральный университет
Казань, Россия

* E-mail: nat_rumyantseva@mail.ru

Поступила в редакцию 29.09.2023
После доработки 18.10.2023
Принята к публикации 21.10.2023

Аннотация

Впервые получена эмбриогенная культура мака скалоломного Papaver rupifragum Boiss. & Reut., которая была инициирована на корнях проростков, выращиваемых из семян на МС-среде с добавлением 1мг/л ИМК. Последующее поддержание эмбриогенной культуры осуществляли на безгормональной MС-среде. Длительное культивирование и сохранение эмбриогенной способности культуры (более 5 лет) поддерживалось благодаря циклам адвентивного эмбриоидогенеза, включающим образование каллуса на предсуществующих эмбриоидах и индукцию из их субповерхностных клеток новых эмбриоидов. В связи с этим полученная культура P. rupifragum может рассматриваться как дифференцированная культура, в которой стадия каллуса является промежуточным этапом развития. Установлено, что поверхность вновь образуемых эмбриоидов покрыта поверхностной сетью экстраклеточного матрикса, сформированной полисахаридами, липидами и терпенами. Гистологический анализ показал, что для эмбриогенной культуры P. rupifragum характерно образование комплексов слитых эмбриоидов (КСЭ), возникающих, предположительно, либо в результате кливажной полиэмбрионии, либо при синхронном развитии близлежащих эмбриоидов. Изучение гистологии и ультраструктуры КСЭ выявило, что слияние эмбриоидов обусловлено нарушениями в формировании эпидермиса и кутикулы. Гистохимические исследования установили, что эмбриогенная культура P. rupifragum синтезирует и накапливает триацилглицериды, полисахариды, фенольные соединения (ФС), терпены и алкалоиды. Показано, что количественный и качественный состав ФС и алкалоидов культуры P. rupifragum зависел от возраста культуры и ее дифференцировки, регулируемой условиями выращивания (свет, темнота). Дифференцированная эмбриогенная культура P. rupifragum сохраняет способность к формированию эмбриоидов на безгормональной МС-среде в течение длительного времени культивирования и может являться основой для дальнейшей разработки биотехнологических методов получения лекарственных соединений для косметологии и фармакологии.

Ключевые слова: Papaver rupifragum, алкалоиды, адвентивный эмбриоидогенез, корни, липиды, терпены, фенольные соединения, эмбриогенная культура

Список литературы

  1. Fazili M.A., Bashir I., Ahmad M., Yaqoob U., Geelani S.N. In vitro strategies for the enhancement of secondary metabolite production in plants: a review // Bulletin of the National Research Centre. 2022. V. 46. P. 1. https://doi.org/10.1186/s42269-022-00717-z

  2. Butnariu M.M., Quispe C., Herrera-Bravo J., Pentea M., Sarac I., Küşümler A.S., Özçelik B., Painuli S., Semwal P., Imran M., Gondal T.A., Emamzadeh-Yazdi S., Lapava N., Yousaf Z., Kumar M. et al. Papaver plants: current insights on phytochemical and nutritional composition along with biotechnological applications // Oxidative Medicine and Cellular Longevity / ed. Hussain T. 2022. V. 2022. P. 1. https://doi.org/10.1155/2022/2041769

  3. Nessler C.L. Somatic embryogenesis in the opium poppy, Papaver somniferum // Physiol. Plant. 1982. V. 55. P. 453. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1982.tb04526.x

  4. Kassem M.A., Jacquin A. Somatic embryogenesis, rhizogenesis, and morphinan alkaloids production in two species of opium poppy // J. Biomed. Biotech. 2001. V. 1. P. 70. https://doi.org/10.1155/S1110724301000237

  5. Kutchan T.M., Ayabe S., Krueger R.J., Coscia E.M., Coscia C.J. Cytodifferentiation and alkaloid accumulation in cultured cells of Papaver bracteatum // Plant Cell Reports. 1983. V. 2. P. 281. https://doi.org/10.1007/BF00270181

  6. Kunakh V.A. Papaver somniferum L. and Papaver bracteatum Lindl. // Biotech. Med. Plants. Genetic, physiological and biochemical basis. Kiev: Logos, 2005. P. 516.

  7. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473. https://doi.org/10.1111/ j.1399-3054.1962.tb08052.x

  8. Betekhtin A., Rojek M., Jaskowiak J., Milewska-Hendel A., Kwasniewska J., Kostyukova Y., Kurczynska E., Rumyantseva N., Hasterok R. Nuclear genome stability in long-term cultivated callus lines of Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn // PLoS ONE 2017. V. 12. e0173537 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0173537

  9. Акулов А.Н., Костюкова Ю.А. Условия культивирования, гистологический и биохимический анализ каллусной культуры солодки Glycyrrhiza glabra L. // Цитология. 2021. V. 63. P. 590. https://doi.org/10.31857/S004137712106002X

  10. Folin O., Ciocalteu V. On tyrosine and tryptophane determinations in proteins // J. Biol. Chem. 1927. V. 73. P. 627. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)84277-6

  11. Wagner H., Bladt S. Plant drug analysis: a thin layer chromatography atlas. 2nd ed. Berlin; New York: Springer, 1996. 384 p.

  12. Šamaj J., Bobák M., Blehová A., Krištin J., Auxtová-Šamajová O. Developmental SEM observations on an extracellular matrix in embryogenic calli of Drosera rotundifolia and Zea mays // Protoplasma. 1995. V. 186. P. 45. https://doi.org/10.1007/BF01276934

  13. Facchini P.J., Bird D.A. Developmental regulation of benzylisoquinoline alkaloid biosynthesis in opium poppy plants and tissue cultures // In Vitro Cell. Develop. Biol. Plant. 1998. V. 34. P. 69. https://doi.org/10.1007/BF02823126

  14. Della Rocca G., Papini A., Posarelli I., Barberini S., Tani C., Danti R., Moricca S. Ultrastructure of terpene and polyphenol synthesis in the bark of Cupressus sempervirens after Seiridium cardinale infection // Front. Microbiol. 2022. V. 13. P. 1. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.886331

  15. Alcantara J., Bird D.A., Franceschi V.R., Facchini P.J. Sanguinarine biosynthesis is associated with the endoplasmic reticulum in cultured opium poppy cells after elicitor treatment // Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 173. https://doi.org/10.1104/ pp.105.059287

  16. Zhang N., Wang M., Li Y., Zhou M., Wu T., Cheng Z. TLC–MS identification of alkaloids in Leonuri herba and Leonuri fructus aided by a newly developed universal derivatisation reagent optimised by the response surface method // Phytochem. Analys. 2021. V. 32. P. 242. https://doi.org/10.1002/pca.2970

  17. Sieber P., Schorderet M., Ryser U., Buchala A., Kolattukudy P., Métraux J.-P., Nawrath C. Transgenic Arabidopsis plants expressing a fungal cutinase show alterations in the structure and properties of the cuticle and postgenital organ fusions // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 721. https://doi.org/10.1105/tpc.12.5.721

  18. Javelle M., Vernoud V., Rogowsky P.M., Ingram G.C. Epidermis: the formation and functions of a fundamental plant tissue // New Phytol. 2011. V. 189. P. 17. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.2010.03514.x

  19. Батыгина Т.Б., Виноградова Г.Ю. Феномен полиэмбрионии. Генетическая гетерогенность семян // Онтогенез. 2007. V. 38. № 7. P. 166.

  20. Filonova L.H., Bozhkov P.V., Arnold S. von. Developmental pathway of somatic embryogenesis in Picea abies as revealed by time-lapse tracking // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 249. https://doi.org/10.1093/jexbot/51.343.249

  21. Румянцева Н.И. Арабиногалактановые белки: участие в росте и морфогенезе растений // Биохимия. 2005. V. 70. № 10. P. 1301.

  22. Румянцева Н.И., Шамай Й., Энзикат Х.-Ю., Сальников В.В., Балушка Ф., Фолькманн Д. Изменение поверхностной сети экстраклеточного матрикса в процессе циклического воспроизводства проэмбриональных клеточных комплексов в каллусе Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn. // Докл. Акад. наук. 2003. V. 391. № 1. P. 123.

  23. Konieczny R., Bohdanowicz J., Czaplicki A., Przywara L. Extracellular matrix surface network during plant regeneration in wheat anther culture // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2005. V. 83. P. 201. https://doi.org/10.1007/s11240-005-5771-9

  24. Hazarika B. Morpho-physiological disorders in in vitro culture of plants // Scientia Horticulturae. 2006. V. 108. P. 105. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2006.01.038

  25. Kerstiens G. Effects of low light intensity and high air humidity on morphology and permeability of plant cuticles, with special respect to plants cultured in vitro // Physiol. Growth Develop. Plants Cult. / ed. Lumsden P.J., Nicholas J.R., Davies W.J. Dordrecht: Springer Netherlands, 1994. P. 132.

  26. Johansson M., Kronestedt-Robards E., Robards A. Rose leaf structure in relation to different stages of micropropagation // Protoplasma. 1992. V. 166. P. 165. https://doi.org/10.1007/BF01322779

  27. Wetzstein H., Sommer H. Leaf anatomy of tissue-cultured Liquidambar styraciflua (Hamamelidaceae) during acclimatization // Amer. J. Bot. 1982. V. 69. P. 1579. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1982.tb13411.x

  28. Matas A., Lopez-Casado G., Cuartero J., Heredia A. Relative humidity and temperature modify the mechanical properties of isolated tomato fruit cuticles // Amer. J. Bot. 2005. V. 92. P. 462. https://doi.org/10.3732/ajb.92.3.462

  29. Schreiber L., Skrabs M., Hartmann K., Diamantopoulos P., Simanova E., Santrucek J. Effect of humidity on cuticular water permeability of isolated cuticular membranes and leaf disks // Planta. 2001. V. 214. P. 274. https://doi.org/10.1007/s004250100615

  30. Yeung E. The orchid embryo – “an embryonic protocorm” // Botany. 2022. V. 100. P. 691. https://doi.org/10.1139/cjb-2022-0017

  31. Schuchmann R., Wellmann E. Somatic embryogenesis of tissue cultures of Papaver somniferum and Papaver orientale and its relationship to alkaloid and lipid metabolism // Plant Cell Reports. 1983. V. 2. P. 88. https://doi.org/10.1007/BF00270173

  32. Lančaričová A., Havrlentová M., Muchová D., Bednárová A. Oil content and fatty acids composition of poppy seeds cultivated in two localities of Slovakia // Agriculture (Polnohospodárstvo). 2016. V. 62. P. 19. https://doi.org/10.1515/agri-2016-0003

  33. Christodoulakis N., Tsiarta M., Fasseas C. Leaf structure and histochemical investigation in Papaver rhoeas L. (Corn Poppy, Field Poppy) // J. Herbs, Spices Med. Plants. 2013. V. 19. P. 119. https://doi.org/10.1080/10496475.2012.755942

  34. Singh H., Batish D., Kaur S., Arora K., Kohli K. α-Pinene inhibits growth and induces oxidative stress in roots // Ann. Bot. 2006. V. 98. P. 1261. https://doi.org/10.1093/aob/mcl213

  35. Slavíková L., Slavík J. Alkaloids from Papaver rupifragum BOISS. & REUT. // Collect. Czech. Chem. Commun. 1980. V. 45. P. 761. https://doi.org/10.1135/cccc19800761

  36. Galewsky S., Nessler C. Synthesis of morphinane alkaloids during opium poppy somatic embryogenesis // Plant Sci. 1986. V. 45. P. 215. https://doi.org/10.1016/0168-9452(86)90142-1

  37. Kamo K., Mahlberg P. Morphinan alkaloids: biosynthesis in plant (Papaver spp.) tissue cultures // Medic. Aromat. Plants I / ed. Bajaj Y.P.S. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 1988. V. 4. P. 251.

  38. Кунах В.А., Кацан В.А. Биосинтез изохинолиновых алкалоидов мака в природе и культуре in vitro 1. Мак снотворный Papaver bracteatum L. // Укр. биохим. ж. 2003. V. 75. № 5. P. 41.

  39. Hagel J., Yeung E., Facchini P. Got milk? The secret life of laticifers: 12 // Trends Plant Sci. 2008. V. 13. P. 631. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2008.09.005

  40. Krasteva G., Georgiev V., Pavlov A. Recent applications of plant cell culture technology in cosmetics and foods // Engin. Life Sci. 2021. V. 21. P. 68. https://doi.org/10.1002/elsc.202000078

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Физиология растений

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал