1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Физиология растений
  4. T. 70, № 7, 2023

Физиология растений, 2023, T. 70, № 7, стр. 811-822

Влияние регуляторов роста и различных спектров монохроматического излучения на ростовые и биосинтетические характеристики каллусной культуры Ipomoea batatas (L.) Lam.

Ю. А. Югай a, *, О. В. Грищенко a, Е. А. Васюткина a, В. П. Григорчук a, Е. Н. Чухломина a, Ж. Л. Цыденешиева a, О. Д. Кудинова a, Ю. Л. Ярошенко a, А. И. Дегтяренко a, Е. П. Субботин b, В. П. Булгаков a, Ю. Н. Кульчин b, Ю. Н. Шкрыль a

a Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
Владивосток, Россия

b Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт автоматики и процессов управления Дальневосточного отделения Российской академии наук
Владивосток, Россия

* E-mail: yuya1992@mail.ru

Поступила в редакцию 25.09.2023
После доработки 09.11.2023
Принята к публикации 13.11.2023

Аннотация

В работе изучили влияние регуляторов роста растений, а также воздействие монохроматического излучения различного спектрального состава на рост и накопление вторичных метаболитов в каллусной культуре овощного батата (Ipomoea batatas L.). Установлено, что аналоги ауксинов в низких концентрациях (0.5 мг/л) значительно стимулируют прирост биомассы клеток, при этом эффект 4-хлорфеноксиуксусной кислоты (4-ХФУК) был более выражен (стимуляция в 16 раз), чем у 2,4-дихлорфеноксиуксусной кислоты (2,4-Д) (стимуляция в 13.5 раз). Как увеличение концентрации 2,4-Д и 4-ХФУК в среде, так и добавление цитокинина, 6-бензиламинопурина (БАП), приводило к существенному ингибированию роста культур (до 3 раз). В отличие от 2,4-Д, добавление 4-ХФУК приводило к 8-кратному повышению в культивируемых клетках суммарного содержания полифенольных соединений. Активирующее влияние 4-ХФУК на биосинтетические характеристики культуры клеток I. batatas сохранялось и при внесении БАП, тогда как увеличение концентрации 4-ХФУК приводило к нивелированию активирующего действия. Монохроматическое излучение – белый, красный (660 и 630 нм), желтый, зеленый, синий (440 и 460 нм) свет ингибировали рост (до 1.5 раз) и суммарное накопление вторичных метаболитов в клетках I. batatas (до 1.8 раз). При этом белый, яркий синий и красный спектры дифференцировано активировали образование отдельных соединений – 3,4-ди-кофеилхинной кислоты и 3-ферулоил-5-кофеилхинной кислота. Таким образом, мы установили, что как аналоги ауксина, так и спектральное излучение проявляют различное влияние на ростовые и биосинтетические характеристики культуры I. batatas.

Ключевые слова: Ipomoea batatas, клеточная культура, регуляторы роста растений, монохроматическое излучение, вторичный метаболизм, кофеилхинные кислоты

Список литературы

  1. Nawiri S.O., Oduor R.O., Jalemba A.M. Genetic engineering of sweet potatoes (Ipomoea batatas) using isopentenyl transferase gene for enhanced drought tolerance // Asian J. Agric. 2017. V. 1. P. 85. https://doi.org/10.13057/asianjagric/g010206

  2. Phahlane C.J., Laurie S.M., Shoko T., Manhivi V.E., Sivakumar D. Comparison of caffeoylquinic acids and functional properties of domestic sweet potato (Ipomoea batatas (L.) Lam.) storage roots with established overseas varieties // Foods. 2022. V. 11. P. 1329. https://doi.org/10.3390/foods11091329

  3. Tanaka M., Ishiguro K., Oki T., Okuno S. Functional components in sweetpotato and their genetic improvement // Breed Sci. 2017. V. 67. P. 52. https://doi.org/10.1270/jsbbs.16125

  4. Santana-Gálvez J., Cisneros-Zevallos L., Jacobo-Velázquez D. Chlorogenic acid: recent advances on its dual role as a food additive and a nutraceutical against metabolic syndrome // Molecules. 2017. V. 22. P. 358. https://doi.org/10.3390/molecules22030358

  5. Kai K., Shimizu B., Mizutani M., Watanabe K., Sakata K. Accumulation of coumarins in Arabidopsis thaliana // Phytochem. 2006. V. 67. P. 379. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2005.11.006

  6. Teow C.C., Truong V.-D., McFeeters R.F., Thompson R.L., Pecota K.V., Yencho G.C. Antioxidant activities, phenolic and β-carotene contents of sweet potato genotypes with varying flesh colours // Food Chem. 2007. V. 103. P. 829. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.09.033

  7. Truong V.-D., McFeeters R.F., Thompson R.T., Dean L.L., Shofran B. Phenolic acid content and composition in leaves and roots of common commercial sweetpotato (Ipomea batatas L.) cultivars in the United States // J. Food Sci. 2007. V. 72. P. C343. https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2007.00415.x

  8. Alam M., Rana Z., Islam S. Comparison of the proximate composition, total carotenoids and total polyphenol content of nine orange-fleshed sweet potato varieties grown in Bangladesh // Foods. 2016. V. 5. P. 64. https://doi.org/10.3390/foods5030064

  9. Kozai T., Kubota C., Ryoung Jeong B. Environmental control for the large-scale production of plants through in vitro techniques // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 1997. V. 51. P. 49. https://doi.org/10.1023/A:1005809518371

  10. Wawrosch C., Zotchev S.B. Production of bioactive plant secondary metabolites through in vitro technologies—status and outlook // Appl. Microbiol. Biotech. 2021. V. 105. P. 6649. https://doi.org/10.1007/s00253-021-11539-w

  11. Thiruvengadam M., Rekha K., Rajakumar G., Lee T.-J., Kim S.-H., Chung I.-M. Enhanced production of anthraquinones and phenolic compounds and biological activities in the cell suspension cultures of Polygonum multiflorum // Int. J. Mol. Sci. 2016. V. 17. P. 1912. https://doi.org/10.3390/ijms17111912

  12. Khan H., Khan T., Ahmad N., Zaman G., Khan T., Ahm-ad W., Batool S., Hussain Z., Drouet S., Hano C., Abbasi B.H. Chemical elicitors-induced variation in cellular biomass, biosynthesis of secondary cell products, and antioxidant system in callus cultures of Fagonia indica // Molecules. 2021. V. 26. P. 6340. https://doi.org/10.3390/molecules26216340

  13. Chung I.M., Rekha K., Rajakumar G., Thiruvengadam M. Elicitation of silver nanoparticles enhanced the secondary metabolites and pharmacological activities in cell suspension cultures of bitter gourd // Biotech. 2018. V. 8. P. 412. https://doi.org/10.1007/s13205-018-1439-0

  14. Hashim M., Ahmad B., Drouet S., Hano C., Abbasi B.H., Anjum S. Comparative effects of different light sources on the production of key secondary metabolites in plants in vitro cultures // Plants. 2021. V. 10. P. 1521. https://doi.org/10.3390/plants10081521

  15. Mipeshwaree Devi A., Khedashwori Devi K., Premi Devi P., Lakshmipriyari Devi M., Das S. Metabolic engineering of plant secondary metabolites: prospects and its technological challenges // Front. Plant Sci. 2023. V. 14. P. 1171154. https://doi.org/10.3389/fpls.2023.1171154

  16. De Geyter N., Gholami A., Goormachtig S., Goossens A. Transcriptional machineries in jasmonate-elicited plant secondary metabolism // Trends Plant Sci. 2012. V. 17. P. 349. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2012.03.001

  17. Halder M., Sarkar S., Jha S. Elicitation: a biotechnological tool for enhanced production of secondary metabolites in hairy root cultures // Eng. Life Sci. 2019. V. 19. P. 880. https://doi.org/10.1002/elsc.201900058

  18. Sanchez-Muñoz R., Moyano E., Khojasteh A., Bonfill M., Cusido R.M., Palazon J. Genomic methylation in plant cell cultures: a barrier to the development of commercial long-term biofactories // Eng. Life Sci. 2019. V. 19. P. 872. https://doi.org/10.1002/elsc.201900024

  19. Dubrovina A.S., Kiselev K.V. Effect of long-term cultivation on resveratrol accumulation in a high-producing cell culture of Vitis amurensis // Acta Physiol. Plant. 2012. V. 34. P. 1101. https://doi.org/10.1007/s11738-011-0907-5

  20. Veremeichik G.N., Bulgakov V.P., Shkryl Y.N., Silantieva S.A., Makhazen D.S., Tchernoded G.K., Mischenko N.P., Fedoreyev S.A., Vasileva E.A. Activation of anthraquinone biosynthesis in long-cultured callus culture of Rubia cordifolia transformed with the rolA plant oncogene // J. Biotech. 2019. V. 306. P. 38. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2019.09.007

  21. Vasyutkina E.A., Yugay Y.A., Grigorchuk V.P., Grishchenko O.V., Sorokina M.R., Yaroshenko Y.L., Kudinova O.D., Stepochkina V.D., Bulgakov V.P., Shkryl Y.N. Effect of stress signals and Ib-rolB/C overexpression on secondary metabolite biosynthesis in cell cultures of Ipomoea batatas // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. P. 15100. https://doi.org/10.3390/ijms232315100

  22. Bantis F., Smirnakou S., Ouzounis T., Koukounaras A., Ntagkas N., Radoglou K. Current status and recent achievements in the field of horticulture with the use of light-emitting diodes (LEDs) // Sci. Hortic. 2018. V. 235. P. 437. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2018.02.058

  23. Bajwa M.N., Khanum M., Zaman G., Ullah M.A., Farooq U., Waqas M., Ahmad N., Hano C., Abbasi B.H. Effect of wide-spectrum monochromatic lights on growth, phytochemistry, nutraceuticals, and antioxidant potential of in vitro callus cultures of Moringa oleifera // Molecules. 2023. V. 28. P. 1497. https://doi.org/10.3390/molecules28031497

  24. Szopa A., Ekiert H. The importance of applied light quality on the production of lignans and phenolic acids in Schisandra chinensis (Turcz.) Baill. cultures in vitro // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2016. V. 127. P. 115. https://doi.org/10.1007/s11240-016-1034-1

  25. Lian T.T., Cha S.-Y., Moe M.M., Kim Y.J., Bang K.S. Effects of different colored LEDs on the enhancement of biologically active ingredients in callus cultures of Gynura procumbens (Lour.) Merr. // Molecules. 2019. V. 24. P. 4336. https://doi.org/10.3390/molecules24234336

  26. Adil M., Haider Abbasi B., Ul Haq I. Red light controlled callus morphogenetic patterns and secondary metabolites production in Withania somnifera L. // Biotechnol. Rep. (Amst). 2019. V. 24 P. e00380. https://doi.org/10.1016/j.btre.2019.e00380

  27. Песяк С.В. Действие селективного света на рост клеточных культур растения Artemisia annua L. // Вестник Томского гос. университета. Биология. 2010. № 2. С. 29.

  28. Murashige T., Skoog F.A. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473.

  29. Grishchenko O.V., Subbotin E.P., Gafitskaya I.V., Vereshchagina Y.V., Burkovskaya E.V., Khrolenko Y.A., Grigorchuk V.P., Nakonechnaya O.V., Bulgakov V.P., Kulchin Y.N. Growth of micropropagated Solanum tuberosum L. plantlets under artificial solar spectrum and different mono- and polychromatic LED lights // Hortic. Plant J. 2022. V. 8. P. 205. https://doi.org/10.1016/j.hpj.2021.04.007

  30. Yue W., Ming Q.L., Lin B., Rahman K., Zheng C.J., Han T., Qin L.P. Medicinal plant cell suspension cultures: pharmaceutical applications and high-yielding strategies for the desired secondary metabolites // Crit. Rev. Biotechnol. 2016. V. 36. P. 215. https://doi.org/10.3109/07388551.2014.923986

  31. Калашникова Е.А., Киракосян Р.Н., Абубакаров Х.Г., Зайцева С.М. Влияние гормонального состава питательной среды и эндогенных полифенолов на формирование каллусной ткани Ipomoea batatas (L.) // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2022. № 11. С. 46.

  32. De Silva A.E., Kadir M.A., Aziz M.A., Kadzimin S. Proliferation potential of 18-month-old callus of Ananas comosus L. cv. Moris. // Sci. World J. 2006. V. 6. P. 169. https://doi.org/10.1100/tsw.2006.34

  33. Peeters A.J., Gerards W., Barendse G.W., Wullems G.J. In vitro flower bud formation in tobacco: interaction of hormones // Plant Physiol. 1991. V. 97. P. 402. https://doi.org/10.1104/PP.97.1.402

  34. De Klerk G.J., Brugge J.T., Marinova S. Effectiveness of indoleacetic acid, indolebutyric acid and naphthaleneacetic acid during adventitious root formation in vitro in Malus ‘Jork 9’ // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 1997. V. 49. P. 39. https://doi.org/10.1023/A:1005850222973

  35. Grishchenko O.V., Grigorchuk V.P., Tchernoded G.K., Koren O.G., Bulgakov V.P. Callus culture of Scorzonera radiata as a new, highly productive and stable source of caffeoylquinic acids // Molecules. 2022. V. 27. P. 7989. https://doi.org/10.3390/molecules27227989

  36. Vereshchagina Y.V., Bulgakov V.P., Grigorchuk V.P., Rybin V.G., Veremeichik G.N., Tchernoded G.K., Gorpenchenko T.Y., Koren O.G., Phan N.H.T., Minh N.T., Chau L.T., Zhuravlev Y.N. The rolC gene increases caffeoylquinic acid production in transformed artichoke cells // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 98. P. 7773. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5869-2

  37. Томилова С.В., Ханды М.Т., Кочкин Д.В., Галишев Б.А., Клюшин А.Г., Носов А.М. Влияние синтетических аналогов ауксинов – 2,4-Д и α-НУК – на ростовые и биосинтетические характеристики суспензионной культуры клеток Tribulus terrestris L. // Физиология растений. 2020. Т. 67. С. 389. https://doi.org/10.31857/S001533032004017X

  38. Khan T., Ullah M.A., Garros L., Hano C., Abbasi B.H. Synergistic effects of melatonin and distinct spectral lights for enhanced production of anti-cancerous compounds in callus cultures of Fagonia indica // J. Photochem. Photobiol. B. 2019. V. 190. P. 163. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2018.10.010

  39. Han J., Miyamae Y., Shigemori H., Isoda H. Neuroprotective effect of 3,5-di-caffeoylquinic acid on SH-SY5Y cells and senescence-accelerated-prone mice 8 through the up-regulation of phosphoglycerate kinase-1 // Neurosci. 2010. V. 169. P. 1039. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2010.05.049

  40. Matthews D.G., Caruso M., Alcazar Magana A., Wright K.M., Maier C.S., Stevens J.F., Gray N.E., Quinn J.F., Soumyanath A. Caffeoylquinic acids in Centella asiatica reverse cognitive deficits in male 5XFAD alzheimer’s disease model mice // Nutrients. 2020. V. 12. P. 3488. https://doi.org/10.3390/nu12113488

Дополнительные материалы

скачать ESM.zip
Приложение 1.
Таблица S1. Список основных полифенольных соединений, идентифицированных в неочищенных экстрактах каллусной культуры Ipomoea batatas методом ВЭЖХ-УФ-МС
Рис. S1. Хроматограммы растворов стандартных образцов
Рис. S2. УФ-спектр соединения 2
Рис. S3. Спектры соединения 2, записанные при регистрации положительных и отрицательных ионов
Рис. S4. Хроматографический профиль вторичных метаболитов (ВЭЖХ, 325нм) экстрактов каллусной культуры I. batatas, выращенной в контрольных условиях
Рис. S5. Хроматографический профиль вторичных метаболитов (ВЭЖХ, 325нм) экстрактов каллусной культуры I. batatas, выращенной на МС-среде с регуляторами роста
Рис. S6. Хроматографический профиль вторичных метаболитов (ВЭЖХ, 325нм) экстрактов каллусной культуры I. batatas, выращенной под различными спектрами освещения

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Физиология растений

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал