1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Почвоведение
  4. № 5, 2023

Почвоведение, 2023, № 5, стр. 664-675

Коэффициенты пересчета содержания двухцепочечной ДНК в углерод микробной биомассы почв

Е. В. Чернышева a, *, Ф. Форназьер b, А. В. Борисов a

a Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН
142290 Пущино, ул. Институтская, 2а, Россия

b Soliomics
33100 Удине, Виа дель Котонифичо, 129/В, Италия

* E-mail: e.chernyysheva@yandex.ru

Поступила в редакцию 13.10.2022
После доработки 29.12.2022
Принята к публикации 30.12.2022

Аннотация

Проведено исследование взаимосвязи концентрации почвенной ДНК и микробной биомассы, определенной методом субстрат-индуцированного дыхания, в широком ряду почв, различающихся по гранулометрическому составу, кислотности, содержанию органического углерода, микробной биомассе, различных по характеру хозяйственного использования в древности и в настоящее время. В качестве объектов исследования выбраны темногумусовые почвы сельскохозяйственных угодий на Центральном Кавказе, стратоземы земледельческих террас позднего средневековья – нового времени в среднегорной зоне Восточного Кавказа, каштановые почвы и солонцы на участках с различной интенсивностью выпаса в сухостепной зоне (Ростовская область). Показано, что определение концентрации почвенной двухцепочечной ДНК является надежным и простым методом исследования микробной биомассы в почвах со средне-, тяжелосуглинистым гранулометрическим составом, содержанием органического углерода не более 2%, микробной биомассы не более 700 мкг С/г сухой почвы. Пересчетный коэффициент FДНК в таких почвах варьировал в узком диапазоне от 5.24 до 5.41. В почвах с высоким содержанием органического углерода наблюдалось завышение FДНК (6.56 и 10.56) из-за присутствия устойчивой к разложению внеклеточной ДНК. Почва легкого гранулометрического состава на песчаниках характеризовалась меньшей степенью сохранности ДНК, что привело к уменьшению определяемой микробной биомассы (FДНК = 4.22). Пониженный коэффициент пересчета FДНК (4.78) выявлен в почвах естественных пастбищ в сухостепной зоне, что подтверждает известные ограничения возможностей использования метода субстрат-индуцированного дыхания в щелочных почвах. Хозяйственная деятельность не оказывает значимого влияния на взаимосвязь количества почвенной ДНК и микробной биомассы.

Ключевые слова: субстрат-индуцированное дыхание, почвенная ДНК, выпас, распашка, почвообразующие породы, древнее и современное хозяйственное использование

Список литературы

  1. Агроклиматические ресурсы Калмыцкой АССР. Л.: Гидрометеорологическое изд-во, 1974. 124 с.

  2. Агроклиматические ресурсы Ставропольского края. Л.: Гидрометеорологическое изд-во, 1971. 238 с.

  3. Борисов А.В., Каширская Н.Н., Ельцов М.В., Пинской В.Н., Плеханова Л.Н., Идрисов И.А. Почвы древних земледельческих террас Восточного Кавказа // Почвоведение. 2021. № 5. С. 542–557. https://doi.org/10.31857/S0032180X2105004X

  4. Минкин М.Б., Бабушкин В.М., Садименко П.А. Солонцы юго-востока Ростовской области. Ростов-на-Дону: Изд-во Рост. ун-та, 1980. 271 с.

  5. Теории и методы физики почв. Коллективная монография / Под ред. Е.В. Шеина и Л.О. Карпачевского. М.: Гриф и К, 2007. 616 с.

  6. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Physiological method for quantitative measurement of microbial biomass in soils // Soil Biol. Biochem. 1978. V. 10. P. 215–221.https://doi.org/10.1016/0038-0717(78)90099-8

  7. Anderson T.-H., Martens R. DNA determinations during growth of soil microbial biomasses // Soil Biol. Biochem. 2013. V. 57. P. 487–495.https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2012.09.031

  8. Bachoon D.S., Otero E., Hodson R.E. Effects of humic substances on fluorometric DNA quantification and DNA hybridization // J. Microbiological Methods. 2001. V. 47. P. 73–82. https://doi.org/10.1016/S0167-7012(01)00296-2

  9. Beck T., Joergensen R.G., Kandeler E., Makeschin F., Nuss E., Oberholzer H.R., Scheu S. An inter-laboratory comparison of ten different ways of measuring soil microbial biomass // Soil Biol. Biochem. 1997. V. 29. P. 1023–1032. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(97)00030-8

  10. Blagodatskaya E.V., Blagodatskii S.A., Anderson T.-H. Quantitative isolation of microbial DNA from different types of soils of natural and agricultural ecosystems // Microbiology. 2003. V. 72(6). P. 744–749. https://doi.org/10.1023/B:MICI.0000008379.63620.7b

  11. Blum S.A.E., Lorenz M.G., Wackernagel W. Mechanism of retarded DNA degradation and prokaryotic origin of DNases in nonsterile soils // Systematic and Applied Microbiology. 1997. V. 20. P. 513–521. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(97)80021-5

  12. van den Boogaart K.G., Filzmoser P., Hron K., Templ M., Tolosana-Delgado R. Classical and robust regression analysis with compositional data // Mathematical Geosciences. 2021. V. 53. P. 823–858. https://doi.org/10.1007/s11004-020-09895-w

  13. Chernysheva E., Khomutova T., Fornasier F., Kuznetsova T., Borisov A. Effects of long-term medieval agriculture on soil properties: A case study from the Kislovodsk basin, Northern Caucasus, Russia // J. Mountain Sci. V. 15. P. 1171–1185. https://doi.org/10.1007/s11629-017-4666-7

  14. Crecchio C., Stotzky G. Binding of DNA on humic acids: effect on transformation of Bacillus subtilis and resistance to DNase // Soil Biol. Biochem. 1998. V. 30. P. 1060–1067. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(97)00248-4

  15. Fornasier F., Ascher J., Ceccherini M.T., Tomat E., Pietramellara G. A simplified rapid, low-cost and versatile DNA-based assessment of soil microbial biomass // Ecological Indicators. 2014. V. 45. P. 75–82. https://doi.org/10.1016/j.ecolind.2014.03.028

  16. Gangneux C., Akpa-Vincesla M., Sauvage H., Desaire S., Houot S., Laval K. Fungal, bacterial and plant dsDNA contributions to soil total DNA extracted from silty soils under different farming practices: relationships with chloroform-labile carbon // Soil Biol. Biochem. 2011. V. 43. P. 431–437. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2010.11.012

  17. Georgiou C.D., Papapostolou I. Assay for the quantification of intact/fragmented genomic DNA // Analyt. Biochem. 2006. V. 358. P. 247–256.https://doi.org/10.1016/j.ab.2006.07.035

  18. Gong H., Du Q., Xie S., Hu W., Akram M.A., Hou Q., Dong L., Sun Y., Manan A., Deng Y., Ran J., Deng J. Soil microbial DNA concentration is a powerful indicator for estimating soil microbial biomass C and N across arid and semi-arid regions in northern China // Appl. Soil Ecology. 2021. V. 160. P. 103863. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2020.103869

  19. Griffiths, B.S., Díaz-Raviña, M., Ritz, K., McNicol, J.W., Ebblewhite, N., Bååth, E. Community DNA hybridisation and % G + C profiles of microbial communities from heavy metal polluted soils // FEMS Microbiol. Ecol. 1997. V. 24. P. 103–112. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.1997.tb00427.x

  20. Homburg J.A., Sandor J.A. Anthropogenic effects on soil quality of ancient agriculture systems of the American Southwest // Catena. 2011. V. 85. P. 144–154. https://doi.org/10.1016/j.catena.2010.08.005

  21. Joergensen R.G., Emmerling C. Methods for evaluating human impact on soil microorganisms based on their activity, biomass, and diversity in agricultural soils // J. Plant Nutrition Soil Sci. 2006. V. 169. P. 295–309. https://doi.org/10.1002/jpln.200521941

  22. Khomutova T.E., Fornasier F., Yeltsov M.V., Chernysheva E.V., Borisov A.V. Influence of grazing on the structure and biological activity of dry steppe soils of the southern Russian Plain // Land Degradation Development. V. 32. P. 4832–4844. https://doi.org/10.1002/ldr.4032

  23. Leckie S.E., Prescott C.E., Grayston S.J., Neufeld J.D., Mohn W.W. Comparison of chloroform fumigation-extraction, phospholipid fatty acid, and DNA methods to determine microbial biomass in forest humus // Soil Biol. Biochem. V. 36. P. 529–532. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2003.10.014

  24. Levy-Booth D.J., Campbell R.G., Gulden R.H., Hart M.M., Powell J.R., Klironomos J. N., Pauls K.P., Swanton C.J., Trevors J.T., Dunfield K.E. Cycling of extracellular DNA in the soil environment // Soil Biol. Biochem. 2007. V. 39. P. 2977–2991. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2007.06.020

  25. Lloyd-Jones G., Hunter D.W.F. Comparison of rapid DNA extraction methods applied to contrasting New Zealand soils // Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. P. 2053–2059. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(01)00133-X

  26. Lorenz M.G., Wackernagel W. Adsorption of DNA to sand and variable degradation rates of adsorbed DNA // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. P. 2948–2952. https://doi.org/10.1128%2Faem.53.12.2948-2952.1987

  27. Marstorp H., Witter E. Extractable dsDNA and product formation as measures of microbial growth in soil upon substrate addition // Soil Biol. Biochem. 1999. V. 31. P. 1443–1453. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(99)00065-6

  28. Morrissey E.M., McHugh T.A., Preteska L., Hayer M., Dijkstra P., Hungate B.A., Schwartz E. Dynamics of extracellular DNA decomposition and bacterial community composition in soil // Soil Biol. Biochem. 2015. V. 86. P. 42–49. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2015.03.020

  29. Mueller T., Joergensen R.G., Meyer B. Estimation of soil microbial biomass C in the presence of living roots by fumigation-extraction // Soil Biol. Biochem. 1992. V. 24. P. 179–181. https://doi.org/10.1016/0038-0717(92)90275-3

  30. Muneer M., Oades J.M. The role of Ca-organic interactions in soil aggregate stability. 1. Laboratory studies with glucose-C-14, CaCO3 and CaSO4·H2O // Austral. J. Soil Res. 1989. V. 27. P. 389–399. https://doi.org/10.1071/SR9890389

  31. Muneer M., Oades J.M. The role of Ca-organic interactions in soil aggregate stability. 2. Field studies with C-14-labeled straw, CaCO3 and CaSO4·H2O // Austral. J. Soil Res. 1989b. V. 27. P. 401–409. https://doi.org/10.1071/SR9890401

  32. Paget E., Monrozier L.J., Simonet P. Adsorption of DNA on clay minerals: protection against DNase I and influence on gene transfer // FEMS Microbiol. Lett. 1992. V. 97. P. 31–40. https://doi.org/10.1016/0378-1097(92)90359-V

  33. Semenov M., Blagodatskaya E., Stepanov A., Kuzyakov Ya. DNA-based determination of soil microbial biomass in alkaline and carbonaceous soils of semi-arid climate // J. Arid Environ. 2018. V. 150. P. 54–61. https://doi.org/10.1016/j.jaridenv.2017.11.013

  34. Wiesmeier M., Urbanski L., Hobley E., Lang B., von Lützow M., Marin-Spiotta E., van Wesemael B., Rabot E., Liess M., Garcia-Franco N., Wollschläger U., Vogen H.-J., Kögel-Knabner I. Soil organic carbon storage as a key function of soils - A review of drivers and indicators at various scales // Geoderma. 2019. V. 333. P. 149–162. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2018.07.026

  35. Yokoyama S., Yuri K., Nomi T., Komine M., Nakamura S., Hattori H., Rai H. The high correlation between DNA and chloroform-labile N in various types of soil // App-l. Soil Ecol. 2017. V. 117–118. P. 1–9. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2017.04.002

Дополнительные материалы

скачать ESM.docx
Приложение 1.
Таблица S1. Некоторые физические и химические свойства изученных почв.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Почвоведение

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал