Прикладная биохимия и микробиология, 2021, T. 57, № 1, стр. 3-23

КРАТКИЕ СВЕДЕНИЯ О СИНТЕЗЕ ЖАК

В течение последних десятилетий биосинтез ЖАК был достаточно подробно охарактеризован у различных видов двудольных и однодольных растений и описан в ряде специальных обзоров [11–14]. В связи с этим ниже кратко будут изложены основные представления. Синтез ЖАК происходит в результате последовательного превращения непредельных жирных кислот под влиянием ферментов, локализованных в пластидах, пероксисомах и цитоплазме [11].

В ответ на действие внутренних или внешних сигналов фосфолипазы, локализованные в мембранах хлоропластов, отщепляют линоленовую (С_18:3) кислоту от липидной основы [13]. Под действием 13-липоксигеназы она окисляется до 13‑гидропероксилиноленовой кислоты [12]. Последняя дегидрируется алленоксидсинтазой с образованием 12-оксофитодиеновой кислоты (12-ОФДК) – первого пентациклического производного октадекатриенового пути. До недавнего времени было неизвестно, как 12-ОФДК поступает в пероксисомы, где проходят заключительные стадии синтеза ЖАК. В настоящее время считается, что 12-ОФДК транспортируется в пероксисомы с помощью так называемого АТФ-связывающего кассетного белка-транспортера CTS [15]. Нарушение импорта 12-ОФДК из цитозоля у мутантов по гену этого белка cts приводит к повышению содержания этой сигнальной молекулы в цитозоле и активации самостоятельного сигнального пути 12-ОФДК [16]. В то же время, поскольку у растений этого генотипа синтез ЖАК, хотя и в меньших количествах, происходит, считают возможным и попадание 12-ОФДК в пероксисомы путем пассивной диффузии [15].

После поступления в пероксисомы 12-ОФДК превращается 12-ОФДК-редуктазой в 12-оксофитоеновую кислоту. Синтез ЖАК происходит в результате трех реакций β-окисления 12-оксофитоеновой кислоты, которые катализируются тремя различными ферментами: ацил-КоА-оксидазой, так называемым мультифункциональным белком и 3-кетоацил-КоА-тиолазой [17].

Синтезированная в пероксисомах ЖАК высвобождается в цитоплазму, где может превращаться в более чем 30 различных активных и неактивных производных, в зависимости от химической модификации карбоксильной группы, боковой цепи пентенила или пентанонового кольца [5]. Среди ряда метаболитов свободной ЖАК основными биологически активными формами считаются цис-жасмон, Me-ЖАК и Иле-ЖАК [5, 13]. Цис-жасмон образуется путем декарбоксилирования ЖАК [18]. Летучий Me-ЖАК синтезируется с помощью карбоксилметилтрансферазы ЖАК [19]. Иле-ЖАК образуется под влиянием JAR1-синтазы (jasmonate amino acid synthetase) [20]. Именно Иле-ЖАК необходим для дальнейшей передачи сигналов ЖАК [5].

КАНОНИЧЕСКИЙ ПУТЬ ПЕРЕДАЧИ СИГНАЛА ЖАСМОНАТА

В цитоплазме растительных клеток наиболее биологически активной формой жасмонатов является Иле-ЖАК [5, 21]. Именно эта форма жасмоната транспортируется в ядро [5]. Следует также отметить изученные эффекты транспорта Иле-ЖАК и Me-ЖАК на большие расстояния через сосудистые пучки и/или передачу по воздуху [5, 22, 23]. Ме-ЖАК рассматривается в качестве мобильного сигнала, обеспечивающего контакты между частями растения, отдельными растениями, а возможно, и взаимодействие растений разных видов [7]. Высокая летучесть Ме-ЖАК и его способность легко проникать через мембраны была установлена еще 30 лет тому назад [24]. Считается, что Ме-ЖАК может быть “сигналом тревоги” для соседних с испытавшими действие стрессора клеток растений. При этом Ме-ЖАК, поступивший в клетки растений, гидролизуется, и образующаяся ЖАК превращается в Иле-ЖАК. В целом, эффекты системной передачи жасмонатного сигнала у растений рассматриваются в основном в контексте формирования их устойчивости к патогенам.

В отсутствие действия на растения стресс-факторов или других стимулов содержание Иле-ЖАК низкое, в связи с чем транскрипционные факторы жасмонатного сигналинга находятся в репрессированном состоянии [5]. Под влиянием стрессоров или иных стимулов усиливается образование ЖАК и ее превращение в Иле-ЖАК в цитозоле с последующим транспортом этого конъюгата в ядро (рис. 1). Недавно установлено, что у Arabidopsis thaliana субклеточная локализация ЖАК регулируется с помощью белка-переносчика AtJAT1 [15, 25]. Этот белок переносит Иле-ЖАК через ядерную мембрану. Помимо этого, он локализован и в плазматической мембране и при чрезмерном повышении концентрации ЖАК в цитоплазме переносит ее молекулы во внешнее пространство для десенсибилизации сигнала ЖАК.

Рис. 1.

Основной путь трансдукции жасмонатного сигнала. JAR1 – JAR1-синтаза (jasmonate amino acid synthetase); JAT1 – белок-переносчик Иле-ЖАК (jasmonic acid transfer protein1); SCF/^COI1: SCF – Skp1, Cullin, F-box proteins, COI1 – убиквитинлигазный комплекс, участвующий в деградации белков в 26S протеасоме (coronatine insensitive1); JAZ – репрессор жасмонатного сигналинга (jasmonate ZIM-domain protein); MYCs – транскрипционные факторы семейства MYC. Пояснения в тексте.

Установлено, что Иле-ЖАК – единственная форма жасмонатов, способная к связыванию с F‑box-белком (COI1) [26]. ЖАК, Ме-ЖАК и 12‑оксофитодиеновая кислота такой способностью не обладают. F-box-белок является частью SCF/COI1 – убиквитинлигазного комплекса, участвующего в деградации белков в 26S протеасоме. COI1-белок определяет субстратную специфичность SCF-типа E3 убиквитинлигазы [7]. После взаимодействия Иле-ЖАК с комплексом SCF/COI1 последний приобретает способность к убиквитинированию белков семейства JAZ (Jasmonate-Zim-Domain) – репрессоров жасмонатного сигналинга. JAZ белки содержат два домена, ZIM и Jas, и эти домены опосредуют взаимодействие JAZ с другими белками. Домен ZIM отвечает за его димеризацию и взаимодействие с NINJA, который соединяет супрессор транскрипции TOPLESS с передачей сигналов ЖАК, а домен Jas опосредует JAZ-COI1-взаимодействие [27, 28]. Протеасомная деградация JAZ приводит к высвобождению MYC2 из JAZ‑M--YC2 комплекса [6].

Ранее считалось, что только белок MYC2 может напрямую взаимодействовать с белками JAZ. Однако в последние годы было показано, что белки MYC3 и MYC4 также взаимодействуют с белками JAZ in vivo и in vitro, имея сходную ДНК-связывающую специфичность с MYC2 и действуют синергически с MYC2 [29].

Наряду с семейством MYC к жасмонату могут быть чувствительны и транскрипционные факторы семейства MYB. Установлено, что они, как и белки MYC, могут непосредственно репрессироваться белками JAZ, а их высвобождение из JAZ, происходящее под действием сигнала ЖАК, может активировать их целевые гены [8]. К чувствительным к жасмонату относятся и транскрипционные факторы семейства NAC. Относящиеся к этому семейству транскрипционные факторы ATAF1 и ATAF2 у A. thaliana индуцируются сигналами ЖАК и участвуют в реакциях, обеспечивающих развитие устойчивости растений к засухе, засолению и агентам окислительного стресса [8, 30].

Также получены экспериментальные доказательства индуцирования транскрипции многих генов ERF под влиянием сигналов ЖАК. Эти гены в основном причастны к реакциям растений на действие патогенов, связанным с синтезом монотерпенов, индолов и алкалоидов [31, 32]. Наконец, к жасмонат-регулируемым относятся и некоторые гены большого семейства WRKY. В частности, показана жасмонатная регуляция такого важного для адаптации к абиотическим факторам гена, как WRKY70 [33], а также WRKY22, WRKY50, WRKY57 и WRKY89 [8]. Таким образом, помимо MYC, ЖАК может влиять на экспрессию генов еще, как минимум, четырех больших семейств.

ВЛИЯНИЕ ЖАК НА СОДЕРЖАНИЕ ВНУТРИКЛЕТОЧНЫХ СИГНАЛЬНЫХ ПОСРЕДНИКОВ В РАСТИТЕЛЬНЫХ КЛЕТКАХ

В реализации физиологических эффектов ЖАК наряду с рассмотренными выше специфическими белками участвуют такие универсальные внутриклеточные сигнальные посредники, как Ca²⁺, АФК, NO и некоторые другие.

Показано, что обработка клеток листьев арабидопсиса 100 мкМ ЖАК вызывала повышение концентрации кальция в цитозоле [34]. При этом индуцируемое ЖАК усиление экспрессии гена VSP угнеталось нифедипином и гепарином, что, по мнению авторов, указывает на роль поступления кальция как из апопласта, так и из внутриклеточных компартментов в реализации эффектов ЖАК. Такое же нивелирующее действие на ЖАК-индуцированную экспрессию гена VSP оказывал и антагонист кальмодулина W-7, что свидетельствует о его значении для реализации эффектов ЖАК. Еще раньше с использованием ингибиторного метода на растениях арабидопсиса было установлено участие внутриклеточного кальция и кальмодулина в ЖАК-индуцированном синтезе белков ответа на раневой стресс семейства JR [35]. Также показано, что индуцируемое Ме-ЖАК накопление PR- (pathogenesis related) белков и фитоалексинов у растений винограда зависело от поступления кальция через кальциевые каналы плазматической мембраны [36]. Повышение теплоустойчивости клеток колеоптилей пшеницы, индуцируемое ЖАК, в значительной степени угнеталось обработкой хелатором внеклеточного кальция ЭГТА, что указывает на роль апопластного кальция в реализации стресс-протекторного действия ЖАК [37]. Вызываемое Ме-ЖАК закрывание устьиц также является кальцийзависимым процессом [38] (см ниже). Наконец, установлена зависимость от кальциевого гомеостаза еще одного известного эффекта ЖАК – индуцирования образования латеральных корней. На растениях риса показано, что хелаторы Ca²⁺, блокаторы кальциевых каналов и антагонисты кальмодулина снижали такой эффект Ме-ЖАК [39].

В трансдукции сигнала ЖАК могут быть задействованы и АФК. Так, показано усиление генерации супероксидного анион-радикала и пероксида водорода листьями молодых растений пшеницы, выращенных из семян, обработанных ЖАК [40]. При этом отмечалось повышение активности пероксидазы и оксалатоксидазы и одновременное ингибирование каталазы. Известно, что пероксидазы (особенно апопластные) могут генерировать супероксидный радикал и пероксид водорода [41, 42], оксалатоксидаза в растительных клетках может быть одним из ферментов, образующих пероксид водорода [43].

Под влиянием ЖАК в изолированных колеоптилях пшеницы усиливалась генерация супероксидного анион-радикала [37]. Этот эффект частично подавлялся как ингибитором пероксидазы салицилгидроксамовой кислотой, так и ингибитором НАДФH-оксидазы имидазолом.

В процессах активации ЖАК ферментов, генерирующих АФК, могут быть участвовать другие посредники, в частности кальций. Так, вызываемое ЖАК усиление генерации ${\text{O}}_{2}^{{\centerdot - }}$ на поверхности колеоптилей пшеницы подавлялось хелатором кальция ЭГТА [37].

Еще одним сигнальным посредником, задействованным в реализации физиологических эффектов ЖАК, может быть оксид азота. Показано повышение содержания NO в листьях арабидопсиса после обработки ЖАК [44]. Предобработка растений риса скавенджером NO PTIO (2-phenyl-4,4,5,5-tetramethylimidazoline-1-oxyl-3-oxide) угнетала вызываемое ЖАК образование латеральных корней [45]. Обработка растений пшеницы ЖАК, смягчающая негативное влияние засухи на состояние мембран клеток листьев, вызывала повышение содержания NO. При этом скавенджер оксида азота PTIO устранял положительное влияние ЖАК [46]. Обработка проростков пшеницы экзогенной ЖАК также повышала содержание оксида азота в корнях [47]. При этом она индуцировала развитие теплоустойчивости проростков, которое угнеталось PTIO и ингибитором NO-синтазы животных L-NAME (N^G-nitro-L-arginine methyl ester) [47]. Интересно, что индуцированное ЖАК образование оксида азота в корнях проростков пшеницы оказалось зависимым от АФК и подавлялось скавенджером пероксида водорода диметилтиомочевиной.

В целом, приведенные выше примеры указывают на роль функционального взаимодействия между NO, АФК и ионами кальция при реализации действия ЖАК на растительные объекты. Безусловно, детали этого взаимодействия пока остаются неисследованными. Так, известно лишь немного примеров конкретных стресс-протекторных систем, контролируемых ЖАК с участием этих посредников [40, 41, 48]. При этом в большинстве работ чаще изучается роль какого-либо одного посредника, а не их функционального взаимодействия друг с другом.

Сообщается и о возможном участии монооксида углерода как посредника эффектов ЖАК. Показано, что обработка ЖАК растений сои, повышающая их устойчивость к действию кадмия и смягчающая окислительные повреждения, вызывала увеличение активности гемоксигеназы [49]. Однако экспрессия гена, кодирующего этот фермент, не изменялась. Авторы полагают, что ЖАК вызывала посттрансляционные модификации гемоксигеназы, механизм которых пока не раскрыт. С другой стороны, показано, что влияние Ме-ЖАК на образование латеральных корней у риса сопряжено с повышением не только активности гемоксигеназы, но и с индукцией синтеза мРНК OsHO1 [39].

Недавно получены данные о вовлечении липидного сигналинга в реализацию стресс-протекторного действия ЖАК. Обработка ЖАК, уменьшающая повреждения мембран листьев арабидопсиса при действии токсических доз меди и кадмия, вызывала усиление экспрессии двух генов, кодирующих разные изоформы фосфолипазы D, при этом у растений дикого типа увеличивалось содержание фосфатидной кислоты. Однако обработка ЖАК слабо влияла на физиологическое состояние мутантов арабидопсиса, дефектных по соответствующим генам фосфолипазы D [50].

ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ЖАК С ФИТОГОРМОНАМИ АКТИВАТОРАМИ РОСТА

Эффекты ЖАК во многом реализуются при функциональном взаимодействии с другими фитогормонами. Имеются сведения о связях ЖАК с индолил-3-уксусной кислотой, цитокининами, гибберелловой кислотой и другими фитогормонами [6].

Следует отметить особое значение взаимодействия ЖАК с цитокининами в реализации его физиологического действия. Известно, именно цитокинины играют центральную роль в гормональной регуляции роста и развития растений [51], поэтому влияние других фитогормонов, в частности ЖАК, на их гомеостаз может быть важно как для ростовых процессов, так и для формирования адаптивных реакций.

Имеются данные как об антагонизме ЖАК и цитокининов, так и о выполнении последними функции посредников в реализации эффектов ЖАК. С одной стороны, сообщается об устранении ЖАК положительного влияния цитокининов на содержание хлорофилла [52]. Также показано, что дифференцировка ксилемы в корнях арабидопсиса регулируется ЖАК, и антагонистическое взаимодействие между ЖАК и цитокинином является важным для ЖАК-зависимого развития ксилемы [53].

С другой стороны, есть исследования, в которых показано , что отдельные эффекты ЖАК могут реализовываться при участии цитокининов. Известно, что в неблагоприятных условиях содержание цитокининов обычно уменьшается [54], в связи с чем важной является способность растений поддерживать уже имеющийся их пул. Ключевым ферментом деградации цитокининов является цитокининоксидаза [55, 56]. Влияние ЖАК на ее активность может быть одной из причин ее стресс-протекторного действия. Так, показано, что инкубация проростков пшеницы на среде с Ме-ЖАК приводила к быстрому кратковременному накоплению цитокининов, не влияя при этом на содержание АБК и индолил-3-уксусной кислоты [57]. Такой эффект авторы связывают со значительным снижением экспрессии гена и активности цитокининоксидазы под влиянием Ме-ЖАК. На фоне действия солевого стресса обработка Ме-ЖАК предотвращала падение содержания цитокининов в проростках. Также под влиянием экзогенного Ме-ЖАК отмечалось предотвращение чрезмерного снижения содержания индолил-3-уксусной кислоты в проростках и уменьшение эффекта повышения содержания АБК [57]. Таким образом, Ме-ЖАК может смягчать индуцируемые солевым стрессом изменения в гормональной системе растений и тем самым предотвращать чрезмерное ингибирование роста. Естественно, что в целом влияние ЖАК и ее производных на содержание цитокининов (и, по-видимому, других фитогормонов) не может быть однозначным и зависит от видовых особенностей, экспериментальных условий и других факторов [58, 59].

Взаимодействие ЖАК с гибберелловой кислотой (ГК) считается преимущественно антагонистическим. Предложена модель, согласно которой в определенных условиях (при низкой концентрации ГК) белки DELLA напрямую взаимодействуют с JAZ и тем самым освобождают белок MYC2, что позволяет реализоваться действию ЖАК. В то же время в присутствии ГК, белки JAZ высвобождаются из комплекса DELLA-JAZ в результате деградации DELLA, при этом свободные JAZ ослабляют действие ЖАК посредством прямого взаимодействия с MYC2 [60]. Эта модель в какой-то мере отображает соотношение между процессами активного роста, связанными со значительной активностью гиббереллинов, и защитными реакциями на действие стрессоров, которые сопряжены с торможением роста [61].

Антагонистическими при регуляции ростовых процессов могут быть и отношения ЖАК с ауксинами. Так, показано, что сигнал ЖАК блокирует экспрессию генов белков PLETHORA (PLT), которые ответственны за пролиферацию клеток корня [62]. Однако экспрессия PLT не была подавлена у мутантов по жасмонатному сигналингу coi1-1 и myc2. Показано, что MYC2 может напрямую связываться с промоторами PLT. Таким образом, усиление передачи жасмонатного сигнала может блокировать экспрессию ауксин-чувствительных генов PLT [6].

В целом, взаимодействия ЖАК с другими фитогормонами могут быть как антагонистическими, так и синергическими. Многие из таких взаимодействий связаны с участием одних и тех же белков-посредников в трансдукции сигналов разных фитогормонов. Детальное рассмотрение вопросов взаимодействия ЖАК с другими фитогормонами выходит за рамки темы настоящего обзора. Недавно они достаточно подробно были изложены в сводках спецвыпуска International Journal of Molecular Sciences [1, 6].

УЧАСТИЕ КОМПОНЕНТОВ ЖАСМОНАТНОГО СИГНАЛИНГА В РЕАЛИЗАЦИИ ЭФФЕКТОВ СИГНАЛЬНЫХ ПОСРЕДНИКОВ И АБСЦИЗОВОЙ КИСЛОТЫ

Известно, что увеличение содержания в клетках отдельных сигнальных посредников может формировать сигнал, индуцирующий синтез определенных фитогормонов и зависимые от них физиологические реакции. В частности, с гормональным сигналингом в растительных клетках тесно связаны два ключевых посредника-газотрансмиттера – оксид азота (NO) и сероводород (H₂S). С одной стороны, они участвуют в трансдукции гормональных (в том числе жасмонатных) сигналов в геном растительной клетки [45, 63], с другой – изменение концентрации этих газотрансмиттеров может оказывать влияние на гормональный комплекс [44, 64]. Так, показано, что у растений арабидопсиса в ответ на ранение происходит быстрое усиление генерации оксида азота, которое, в свою очередь, вызывает повышение активности ферментов синтеза ЖАК – липоксигеназ и алленоксидсинтазы [65]. Установлено, что в патогениндуцируемом синтезе ЖАК также участвует NO [66].

Функциональное взаимодействие между ЖАК и оксидом азота происходит не только при формировании ответных реакций растений на стрессоры. Так, вызываемое ЖАК угнетение удлинения корней и усиление их бокового роста у арабидопсиса сочеталось с повышением содержания оксида азота в клетках корней у растений дикого типа [67]. В то же время экзогенный NO слабо влиял на развитие корней жасмонат-нечувствительных мутантов coi1. Этот факт может свидетельствовать в пользу роли компонентов жасмонатного сигналинга и(или) самой ЖАК в реализации физиологических эффектов оксида азота [67].

Между сероводородом и ЖАК как участниками сигнальной трансдукции, по-видимому, также существуют прямые и обратные связи. Так, обнаружено усиление генерации сероводорода у растений арабидопсиса при их обработке ЖАК [63]. С другой стороны, молекулярно-генетическими методами получены данные, указывающие на возможность влияния H₂S на экспрессию гена, кодирующего белок COI1 [68].

Еще один ключевой белок жасмонатного сигналинга – транскрипционный фактор JIN1/MYC2 – в настоящее время рассматривается в качестве одного из узловых в передаче многих связанных со стрессом сигналов в растительных клетках [69]. На основании данных, полученных методами биоинформатики, было высказано предположение об участии генов семейства MYC в трансдукции сигналов оксида азота [70]. В наших экспериментах показано, что донор оксида азота нитропруссид натрия индуцировал солеустойчивость растений арабидопсиса дикого типа, повышая активность антиоксидантных ферментов и смягчая окислительные повреждения [71]. В то же время положительное влияние донора NO на солеустойчивость мутантов jin1, дефектных по гену белка JIN1/MYC2, практически не проявлялось, а у мутантов coi1 проявлялось очень слабо [72]. Похожей была и реакция арабидопсиса разных генотипов на действие донора сероводорода NaHS. Обработка им растений дикого типа существенно повышала солеустойчивость, увеличивая относительное содержание воды, способствуя сохранению целостности мембран и пула хлорофилла, в то время как влияние донора H₂S на растения генотипа coi1 было слабым, а у растений jin1 оно вообще не проявлялось [72]. Полученные результаты указывают на вовлечение компонентов жасмонатного сигналинга в реализацию стресс-протекторного действия газотрансмиттеров H₂S и NO.

По-видимому, ЖАК может быть задействована и в реализации эффектов такого газотрансмиттера, как монооксид углерода (CO). Недавно было показано участие жасмонатного сигнального пути в процессе опосредованного CO индуцирования синтеза никотина у растений табака при действии на них высоких температур [73]. Биосинтез никотина в значительной степени лимитируется активностью путресцин-N-метилтрансферазы, обеспечивающей метилирование путресцина, которое является первой стадией пути синтеза никотина. Показано, что действие высокой температуры на растения табака вызывает зависимый от гемоксигеназы биосинтез CO, что, в свою очередь, индуцирует синтез ЖАК. В результате этого активируется транскрипционный фактор NtMYC2. В обычных условиях NtMYC2 ингибируется белком NtJAZ, но вызываемое монооксидом углерода увеличение содержания ЖАК может способствовать деградации NtJAZ и активации NtMYC2 [74, 75]. С другой стороны, показано, что под влиянием CO усиливается связывание NtMYC2 с промотором гена путресцин-N-метилтрансферазы NtPMT1 [73]. Таким образом, два механизма – снятие белком NtJAZ блокирования транскрипционного фактора NtMYC2 и усиление его связывания с промотором гена путресцин-N-метилтрансферазы NtPMT1 – приводят к активации синтеза никотина в ответ на действие гипертермии.

Как уже отмечалось, также сообщается и о влиянии ЖАК на активность гемоксигеназы и синтез CO [49]. Таким образом, по-видимому, CO может не только индуцировать синтез ЖАК, но и выступать в роли посредника при реализации ее эффектов.

В целом, есть основания полагать, что жасмонатный сигналинг и отдельные его компоненты принимают участие в реализации многих физиологических эффектов других сигнальных посредников и абсцизовой кислоты (АБК) (рис. 2).

Рис. 2.

Вовлечение компонентов жасмонатного сигналинга в реализацию физиологических (стресс-протекторных) эффектов газотрансмиттеров и АБК. Стрессоры либо экзогенное действие ЖАК, АБК или доноров сигнальных молекул приводят к повышению в клетках растений эндогенного содержания соответствующих фитогормонов и/или NO, H₂S, CO. При этом ЖАК обладает способностью индуцировать синтез NO, H₂S, CO и АБК. Синтез ЖАК может быть опосредован АБК или газотрансмиттерами. Сигналы NO, H₂S, CO и АБК могут передаваться в генетический аппарат с участием ключевых белков жасмонатного сигналинга COI1 и MYC. При этом белки семейства MYC могут выполнять роль “хаба” в передаче сигналов, индуцирующих гены, обеспечивающие развитие устойчивости растений к действию стрессоров.

Особенно важным для передачи разнообразных сигналов, по-видимому, является белок жасмонатного сигналинга JIN1/MYC2. Этот транскрипционный фактор контролирует экспрессию генов, активируемых не только ЖАК, но и АБК [69, 76]. Показано, что АБК, как и ЖАК, усиливала экспрессию гена AtMYC2 [77]. Также обнаружено, что у мутантов арабидопсиса jin1 слабо проявлялось ростингибирующее действие экзогенной АБК [78]. С другой стороны, растения-трансформанты со сверхэкпрессией гена AtMYC2 обладали повышенной чувствительностью к АБК и были устойчивы к осмотическому стрессу [79]. В работе [80] показано, что внесение АБК в среду выращивания растений арабидопсиса при солевом стрессе способствовало поддержанию нормальной оводненности у растений дикого типа, но не у мутантов jin1. В условиях солевого стресса более высокая активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы и гваяколпероксидазы наблюдалась у растений дикого типа, обработанных АБК, но не у мутантов jin1. Таким образом, можно предполагать участие ключевого белка жасмонатного сигналинга JIN1/MYC2 в формировании отдельных АБК-индуцированных физиологических реакций растений арабидопсиса. Естественно, что такая интерпретация данных о слабой чувствительности мутантов jin1 к АБК не является однозначной. Функциональное взаимодействие ЖАК и АБК может включать в себя различные механизмы, часть из них обусловлена тем, что АБК может быть необходима для синтеза ЖАК, а последняя обладает способностью усиливать синтез АБК [81, 82].

ИЗМЕНЕНИЕ СОДЕРЖАНИЯ ЖАК У РАСТЕНИЙ ПРИ ДЕЙСТВИИ СТРЕССОРОВ

Повышение эндогенного содержания ЖАК у растений в ответ на действие стрессоров различной природы свидетельствует о ее вовлечении в процессы адаптации. Наиболее изученной является индукция синтеза ЖАК у растений при ранении [83]. Обнаружено транзиторное усиление экспрессии генов липоксигеназы, алленоксидсинтазы, алленоксидциклазы и 12-ОФДК-редуктазы при механических повреждениях растений [84, 85]. Как известно, реакции растений на ранение и механическое раздражение имеют много общего с их ответами на действие фитофагов и патогенов, в которых принимает участие ЖАК [7].

В то же время накоплена феноменология повышения содержания ЖАК и в ответ на другие абиотические воздействия: засуху, засоление, стрессовые температуры. Так, например, показано быстрое увеличение эндогенного содержания ЖАК в сегментах листьев ячменя при действии на них агента осмотического стресса маннита [86]. У растений арабидопсиса при засухе отмечалось транзиторное увеличение содержания ЖАК [5, 8]. В листьях сои увеличение содержания ЖАК было быстрым ответом на дегидратацию, по времени опережающим накопление АБК, что может указывать на первичность ЖАК-сигнала по отношению к сигналу АБК при стрессах, связанных с обезвоживанием [3].

При солевом стрессе обнаружено повышение содержания ЖАК у томата, картофеля, риса и других видов [5, 87, 88]. У ячменя в ответ на солевой стресс зафиксирована активация экспрессии генов ключевых ферментов синтеза ЖАК: алленоксидсинтазы, липоксигеназы, 12-ОФДК-редуктазы [89]. Сравнение реакции на солевой стресс томата дикого типа и жасмонатдефицитного мутанта def-1 показало, что у последнего развивался более глубокий окислительный стресс и отмечались меньшее содержание неферментативных антиоксидантов и низкая активность СОД, глутатионредуктазы и глутатион-S-трансферазы [90].

У арабидопсиса и риса обнаружено повышение содержания ЖАК в ответ на действие холода, также установлена холодоиндуцируемая экспрессия генов ключевых ферментов синтеза ЖАК – липоксигеназы, алленоксидсинтазы и алленоксидциклазы [91, 92]. Показано усиление синтеза ЖАК у бананов при действии холода [1, 8].

Тепловой стресс также может индуцировать синтез ЖАК. В культуре клеток Aquilaria sinensis отмечалось пятикратное транзиторное повышение эндогенного содержания ЖАК с максимумом через 0.5–2.0 ч после прогрева при 50°С [93]. При этом зарегистрировано усиление экспрессии генов ферментов синтеза ЖАК: липоксигеназы, алленоксидсинтазы и алленоксидциклазы, а также гена, кодирующего основной белок трансдукции сигнала ЖАК, MYC2. С другой стороны, у проростков риса при тепловом стрессе содержание ЖАК снижалось [94]. У растений арабидопсиса при продолжительном умеренном тепловом стрессе содержание ЖАК повышалось незначительно, однако при его сочетании с интенсивным освещением оно увеличивалось в несколько раз [94]. Вероятно, изучаемые эффекты зависят от видовых особенностей объектов, а также силы и продолжительности стрессового воздействия.

Кроме того, хорошо известно, что увеличение эндогенного содержания ЖАК в органах растений может быть индуцировано не только действием стрессоров, но и многими сигнальными посредниками, а также экзогенной ЖАК, которая вызывает усиление экспрессии генов ключевых ферментов липоксигеназного каскада алленоксидсинтазы, алленоксидциклазы и липоксигеназы [95] и увеличение количества этих белков в клетках [96].

ВЛИЯНИЕ ЭКЗОГЕННОЙ ЖАК И ЕЕ ПРОИЗВОДНЫХ НА УСТОЙЧИВОСТЬ РАСТЕНИЙ К ДЕЙСТВИЮ СТРЕСС-ФАКТОРОВ

За последние два десятилетия накоплена обширная феноменология повышения устойчивости растений разных таксономических групп к действию стресс-факторов различной природы при экзогенном воздействии ЖАК.

Обработка растений арабидопсиса Ме-ЖАК значительно повышала морозоустойчивость как в сочетании с холодовой акклиматизацией (закаливание в течение недели при 4°С), так и без нее [97]. В то же время дефектные по жасмонатному сигналингу (jar1 и coi1) или по синтезу ЖАК (lox2 и aos) растения отличались пониженной морозоустойчивостью. Также установлен конкретный механизм участия жасмонатного сигналинга в регуляции экспрессии генов, важных для морозоустойчивости. Показано, что белки-репрессоры передачи сигналов ЖАК JAZ угнетают транскрипционную функцию ICE и сигнальный путь ICE-CBF/DREB1, под контролем которого находится целый ряд белков COR (cold regulated protein), необходимых для адаптации к низким температурам [92, 97, 98]. При этом экзогенная ЖАК либо синтезируемая в результате холодового закаливания, индуцируя деградацию белков JAZ, снимает блок с сигнального пути ICE-CBF/DREB1, контролирующего экспрессию генов COR.

Предобработка растений огурца Ме-ЖАК уменьшала повреждающий эффект низкой положительной температуры, что проявлялось в меньшем торможении ростовых процессов и снижении интенсивности окислительного стресса [99].

В прикладных исследованиях, связанных с поиском способов уменьшения повреждений плодов при низкотемпературном хранении, показано повышение экзогенным Ме-ЖАК устойчивости к низким температурам плодов различных видов растений: цуккини [100], манго [101], гуавы [102], сладкого перца, томатов [103], граната [104], персика [105], мушмулы [106] и других. Также известно, что синтетический аналог жасмонатов прогидрожасмон (n-пропилдигидрожасмонат) используется для обработки древесных растений с целью повышения морозоустойчивости [107].

Данных о влиянии экзогенной ЖАК на теплоустойчивость растений значительно меньше. Показано повышение выживания изолированных колеоптилей пшеницы после прогрева при 46°С при их предварительной обработке 1 мкМ ЖАК [37]. Как отмечалось выше, у некоторых объектов зарегистрировано повышение содержания эндогенной ЖАК в ответ на тепловой стресс [93].

Более изучено влияние ЖАК на устойчивость растений к стрессу дегидратации. Ме-ЖАК смягчал действие осмотического стресса на листья клубники, что выражалось в уменьшении накопления продуктов пероксидного окисления липидов (ПОЛ) [108]. Обработка ЖАК молодых растений разных видов Brassica также уменьшала образование продукта ПОЛ малонового диальдегида (МДА), способствовала сохранению близкого к нормальному содержания воды в листьях и накоплению биомассы при обезвоживании, вызываемом обработкой ПЭГ-6000 [109]. Аналогичные результаты получены и с использованием молодых растений пшеницы, их обработка ЖАК уменьшала накопление продуктов ПОЛ и способствовала сохранению целостности мембран при действии осмотического стресса [46]. Обработка Prunus armeniaca ЖАК также уменьшала вызываемое засухой накопление МДА в листьях [110]. При действии Ме-ЖАК на этиолированные проростки пшеницы повышались их сырая и сухая биомасса, а также содержание воды при выращивании на среде с 12% ПЭГ-6000 [111]. Предпосевная обработка семян кукурузы ЖАК способствовала нормальному поглощению элементов минерального питания в условиях почвенной засухи [112].

Экзогенные ЖАК [113, 114] и Ме-ЖАК [115] повышали солеустойчивость растений арабидопсиса дикого типа, что проявлялось в смягчении ростингибирующего действия засоления, уменьшении окислительных повреждений и сохранении пула фотосинтетических пигментов в стрессовых условиях. В то же время у мутантов арабидопсиса, дефектных по жасмонатному сигналингу (jin1, coi1) базовая устойчивость к солевому стрессу была ниже, чем у растений дикого типа, также их солеустойчивость практически не изменялась под влиянием экзогенных ЖАК или Ме-ЖАК [114, 115]. Опрыскивание растений пшеницы ЖАК перед действием солевого стресса снижало накопление МДА и способствовало сохранению пула фотосинтетических пигментов [116]. Обработка растений кукурузы ЖАК также повышла их солеустойчивость, уменьшая поступление ионов Na⁺ в клетки корней [117]. Экзогенный Me-ЖАК повышал устойчивость Robinia pseudoacacia к засолению, что проявлялось в сохранении близкого к нормальному относительного содержания воды и меньшем накоплении продукта ПОЛ МДА в стрессовых условиях [118]. Опрыскивание ЖАК оливковых деревьев, выращиваемых на засоленной почве, повышало содержание хлорофилла, площадь листьев и сбор урожая [119].

Во многих работах исследовано влияние ЖАК на устойчивость растений к действию тяжелых металлов. Экзогенная ЖАК смягчала отрицательное влияние токсических доз меди на растения Cajanus cajan, что выражалось в уменьшении ингибирования роста корней и накопления МДА в побегах [120]. Обработка Ме-ЖАК снижала эффект ингибирования ионами Cd²⁺ роста корней у растений Solanum nigrum, также в присутствии экзогенного Ме-ЖАК уменьшалось вызываемое действием тяжелого металла накопление МДА в листьях [121]. Позитивное влияние, выражающееся в смягчении эффекта окислительного стресса и сохранении пула хлорофилла, Ме-ЖАК оказывал и на подвергнутые токсическому действию ионов Cd²⁺ растения Capsicum frutescens [122]. Подобные эффекты ЖАК отмечались при кадмиевом стрессе на растениях рапса [123]. Экзогенная ЖАК оказывала защитное влияние и на растения арабидопсиса, подвергнутые токсическому действию сульфатов меди и кадмия, что проявлялось в смягчении их ростингибирующего эффекта и уменьшении накопления МДА в листьях [45]. Обработка ЖАК растений сои уменьшала проявление эффекта ПОЛ при действии на них никеля [124].

АДАПТИВНЫЕ РЕАКЦИИ РАСТЕНИЙ, ИНДУЦИРУЕМЫЕ ЖАК

Изложенные выше сведения о повышении эндогенного содержания ЖАК и развитии устойчивости растений к различным абиотическим стресс-факторам под влиянием экзогенной ЖАК и ее производных свидетельствуют о способности этих соединений индуцировать разнообразные стресс-протекторные системы растений. Такие эффекты могут быть связаны с тем, что множественные сигнальные пути в растениях сложно переплетены, при этом модуляция содержания одних сигнальных посредников и фитогормонов вызывает изменения других звеньев сигнально-регуляторной сети. Кроме того, активность одних и тех же транскрипционных факторов может изменяться под влиянием сигналов, индуцируемых различными агентами. Наконец, несмотря на специфичность адаптации растений к определенным стресс-факторам, важное значение для устойчивости имеют и общие протекторные системы [125]. К ним относятся антиоксидантная система, комплекс стрессовых белков, некоторые полифункциональные низкомолекулярные протекторные соединения. Одной из универсальных реакций растений на многие как биотические, так и абиотические стрессовые воздействия, проявляющихся на уровне целого организма, является закрывание устьиц [126]. В регуляции всех перечисленных универсальных защитных реакций в той или иной степени задействована ЖАК и ее производные.

Антиоксидантная система. Нарушения процессов, связанных с редокс-регуляцией, и окислительные повреждения являются наиболее частыми последствиями действия на растения стресс-факторов. В связи с этим среди стресс-протекторных систем наиболее универсальной считается антиоксидантная [127]. Жасмонатный сигналинг является чрезвычайно важным для защиты растений при их инфицировании патогенами-некротрофами. При этом одна из составляющих защитных реакций, индуцируемых жасмонатами, – активация антиоксидантной системы [40]. В то же время она важна и для защитного ответа на действие практически любого абиотического стрессора.

Эффекты усиления функционирования антиоксидантной системы под влиянием ЖАК зарегистрированы у растений разных видов при действии стрессоров различной природы (табл. 1). В ряде работ зафиксирована связь между увеличением под влиянием стрессовых воздействий содержания эндогенной ЖАК и активацией антиоксидантной системы [94, 131]. Однако в большинстве работ влияние ЖАК на состояние антиоксидантной системы исследовалось путем экзогенных обработок растительных объектов фитогормоном (табл. 1). При этом следует обратить внимание на очень широкий диапазон концентраций ЖАК или Ме-ЖАК, индуцирующих антиоксидантную систему – от пикомолярных [124] до миллимолярных [109, 142]. Можно полагать, что для ЖАК даже в высоких концентрациях не характерны выраженные токсические эффекты, вызывающие необратимые нарушения про-/антиоксидантного равновесия в растительных клетках. При этом, однако, как уже отмечалось, ЖАК способна усиливать образование АФК и именно это может быть причиной активации под ее влиянием антиоксидантной системы. Так, активации под влиянием ЖАК антиоксидантных ферментов (СОД, каталазы и гваяколпероксидазы) в колеоптилях пшеницы предшествовало во времени усиление генерации АФК, зависимое как от НАДФН-оксидазы, так и от внеклеточной пероксидазы [37]. Более того, предполагается, что в определенных условиях индуцирование ЖАК антиоксидантной системы включает в себя происходящее ранее усиление ПОЛ [128, 130]. Роль других посредников в активации ЖАК антиоксидантной системы изучена пока слабо. Результаты ингибиторного анализа указывают на возможную опосредованность таких эффектов ЖАК газотрансмиттерами – NO [46] и CO [49].

При исследовании влияния ЖАК или Ме-ЖАК анализируется в основном активность антиоксидантных ферментов, хотя в последние годы накопились данные и об усилении экспрессии генов, кодирующих соответствующие ферменты: СОД, каталазу, аскобатпероксидазу, неспецифическую пероксидазу и ряд других (табл. 1). Причем в некоторых случаях такие эффекты ЖАК и ее производных зафиксированы не только на фоне действия стрессоров, но и в обычных условиях [37, 46, 49, 116, 129, 136], что может указывать на специфическую роль фитогормона в активации антиоксидантной системы. Причинно-следственную связь между синтезом ЖАК и активацией экспрессии генов антиоксидантных ферментов удалось доказать и молекулярно-генетическими методами: при действии на растения арабидопсиса дикого типа высоких температур и избыточного освещения отмечалось повышение содержания ЖАК и одновременное усиление экспрессии двух генов, кодирующих формы цитозольной аскорбатпероксидазы – APX1 и APX2 [94]. При этом у мутантов по синтезу ЖАК (растений aos, дефектных по гену алленоксидсинтазы) такого эффекта не наблюдалось.

Получены сведения и об индуцировании ЖАК накопления низкомолекулярных антиоксидантов у растений, как в обычных, так и в стрессовых условиях. Так, установлено, что транскрипционный фактор JIN1/MYC2 участвует в регуляции экспрессии генов ферментов, обеспечивающих синтез аскорбата и цистеина [143]. Кроме того, белок JIN1/MYC2, действуя как положительный регулятор экспрессии генов MYB75/PAP1 и EGL3, принимает участие в синтезе флавоноидов [144], которые отличаются высокой антиоксидантной активностью и могут вносить существенный вклад в устойчивость растений к действию стрессоров [127, 145, 146]. При солевом стрессе обработка ЖАК растений арабидопсиса дикого типа способствовала поддержанию высокого содержания антоцианов и бесцветных флавоноидов (поглощающих в области УФ-B) [114]. В то же время у мутантов jin1 содержание флавоноидных соединений при обработке ЖАК почти не изменялось, а в стрессовых условиях значительно уменьшалось. При низкотемпературном хранении обработка Ме-ЖАК плодов гуавы повышала активность ключевого фермента синтеза вторичных метаболитов фенилаланинаммонийлиазы и увеличивала общее содержание фенольных соединений [102].

ЖАК, по-видимому, важна для многих звеньев вторичного метаболизма. Так, показана ее роль в индуцируемом гипертермией синтезе сесквитерпенов у растений Aquilaria sinensis. Тепловой шок у этих растений приводил к резкому усилению экспрессии генов липоксигеназы, алленоксидсинтазы, белка MYC2 и увеличению содержания ЖАК, после чего отмечалось накопление сесквитерпенов [93]. При этом ингибитор синтеза ЖАК NDGA (nordihydroguaiaretic acid) подавлял индуцированный высокой температурой синтез сесквитерпенов.

Мультифункциональные низкомолекулярные соединения. Одним из наиболее многофункциональных стрессовых продуктов первичного метаболизма растений является пролин. В настоящее время считается, что помимо известной функции совместимого осмолита, он выполняет антиоксидантные функции [147]. Также пролин рассматривается как низкомолекулярный шаперон, который может участвовать в поддержании нативной структуры ферментов [148]. В листьях сои [149] и плодах банана [150] содержание пролина возрастало под действием экзогенного Ме-ЖАК. При этом была установлена положительная связь между уровнем экспрессии гена MYC2 и накоплением пролина. Усиление накопления пролина при почвенной засухе под влиянием Ме-ЖАК зарегистрировано у растений кукурузы [112]. У пшеницы ЖАК усиливала накопление пролина в листьях при стрессовом воздействии УФ-B [128].

У бобов обнаружено повышение содержания пролина при обработке ЖАК в условиях стресса, вызываемого токсическим действием кадмия [134]. В листьях Hibiscus sabdariffa показано усиление синтеза пролина под влиянием экзогенной ЖАК в условиях солевого стресса [142].

Обработка Ме-ЖАК в отсутствие действия стрессоров не оказывала существенного влияния на содержание пролина в листьях арабидопсиса дикого типа (Col-0) и мутантов по жасмонатному сигналингу jin1 и coi1. После солевого стресса оно увеличивалось у растений всех трех генотипов, однако предварительное воздействие Ме-ЖАК вызывало дополнительное повышение количества пролина только у растений дикого типа [115]. Следует также отметить, что на растениях кукурузы показана роль ЖАК как позитивного регулятора синтеза АБК, которая также индуцирует синтез пролина [151]. В связи с этим не исключено, что индуцирование ЖАК накопления пролина, по крайней мере, отчасти, может быть опосредовано АБК.

С другой стороны, имеются сведения и о снижении содержания пролина у растений под влиянием ЖАК. Так, у растений рода Brassica обработка ЖАК уменьшала индуцируемый засухой эффект повышения содержания пролина [109]. Не исключено, что отдельные эффекты ЖАК могут иметь видовую специфичность. Также вероятно, что в определенных условиях ЖАК индуцирует не накопление пролина, а другие протекторные системы.

В целом же, есть основания полагать, что жасмонатный сигнальный путь принимает участие в регуляции содержания пролина при стрессах, связанных с дегидратацией. Наряду с пролином под влиянием ЖАК и ее производных у растений могут накапливаться ароматические аминокислоты и аминокислоты с разветвленной цепью, которые также относят к защитным метаболитам [152].

Помимо аминокислот важными полифункциональными протекторами растительных клеток считаются сахара. Их накопление зарегистрировано в ответ на действие стрессоров различной природы на растения [153–155]. Одной из важных функций растворимых углеводов, накапливаемых при стрессах, является их антиденатурационное действие на белково-липидные компоненты клеток, которые испытывают дегидратацию или влияние других альтерирующих факторов. Показано, в частности, что сахароза может заменять воду в структуре фосфолипидов при стрессовых воздействиях, которые вызывают обезвоживание клеток [156]. Достаточно давно известно, что сахарам присущи и антиоксидантные свойства, обусловленные способностью связывать свободные радикалы [157]. Так, в растениях арабидопсиса, обработанных глюкозой, накапливалось меньше синглетного кислорода и пероксида водорода [158].

К регуляции содержания сахаров при стрессах ЖАК может иметь если не прямое, то, по крайней мере, косвенное отношение. Например, показано, что под влиянием солевого стресса происходило незначительное уменьшение содержания сахаров в листьях растений арабидопсиса дикого типа и более заметное его снижение у дефектных по жасмонатному сигналингу мутантов jin1. В то же время у растений дикого типа, обработанных ЖАК, после солевого стресса содержание сахаров не только не уменьшалось, но и существенно возрастало [114]. Обработка ЖАК растений jin1 подобного эффекта не вызывала. Повышение содержания сахаров при солевом стрессе под влиянием ЖАК зафиксировано и у растений гибискуса [142]. Методами протеомики было показано, что среди белков, количество которых при действии ЖАК заметно изменялось – ферменты углеводного обмена [159]. Сведения о положительном влиянии ЖАК на накопление углеводов [1, 5] согласуются с данными о ее способности поддерживать фотосинтетическую активность растений в стрессовых условиях [88]. С другой стороны, в ряде исследований под влиянием ЖАК в стрессовых условиях зафиксировано уменьшение содержания метаболитов, связанных с активным ростом, в том числе сахаров, но увеличение количества фосфорилированных гексоз, ответственных за подавление роста и фотосинтеза [152]. Возможно, влияние ЖАК и ее производных на накопление растворимых углеводов может быть различным в зависимости от силы стрессового воздействия.

Защитные белки и пептиды. Показано участие ЖАК в индуцировании синтеза дегидринов – LEA (late embryogenesis abundant) белков группы 2, важных для адаптации растений к обезвоживанию. Установлена способность Ме-ЖАК индуцировать транскрипционную активность TADHN гена дегидрина и накопление белков дегидринов с мол. массой 28 и 55 кДа в проростках пшеницы в обычных условиях и дополнительно увеличивать их содержание при осмотическом стрессе, вызываемом маннитом [160].

Как уже отмечалось, под контролем жасмонатного сигналинга у растений разных видов также находится экспрессия генов COR, кодирующих особую группу белков, важных для адаптации к низким температурам [97, 161].

Сообщается и об усилении под влиянием ЖАК синтеза растениями белков-тионеинов, связывающих тяжелые металлы. Показано усиление экспрессии гена металлотионеина типа-2 (KoMT2) в листьях проростков Kandelia obovata, подвергнутых стрессовому воздействию Cd²⁺, при обработке Me-ЖАК [162].

ЖАК и регуляция состояния устьичного аппарата растений. Закрывание устьиц, вызываемое жасмонатами, считается одной из важных защитных реакций, направленных на предотвращение проникновения патогенов через листья [163]. Однако в настоящее время этот эффект ЖАК и ее производных рассматривают и как механизм, повышающий устойчивость растений к абиотическим стресс-факторам, в первую очередь к засухе [48]. Он также может быть важен для солеустойчивости и резистентности к действию тяжелых металлов, поскольку уменьшение транспирации снижает поступление в растение токсичных ионов [159].

На состояние устьиц влияют как ЖАК, так и другие продукты липоксигеназного каскада [48, 163]. Показано, что ЖАК может регулировать состояние устьиц зависимым и независимым от АБК способами [164]. В первом случае АБК выступает в роли посредника эффекта ЖАК. Установлено, что ЖАК, как и АБК, может активировать медленные анионные каналы S-типа, обеспечивающие выход ионов из замыкающих клеток и уменьшение их тургора [48].

В целом, экспериментальные данные об устьичных реакциях, индуцируемых ЖАК и Ме-ЖАК, довольно многочисленны, хотя и противоречивы. Например, показано, что эти соединения вызывали закрывание устьиц только в концентрациях выше 20 мкМ [27]. При обработке эпидермиса ЖАК и Ме-ЖАК в меньших концентрациях такой эффект не проявлялся; более того, обнаружено ингибирование этими соединениями закрывания устьиц, вызываемого АБК. В некоторых работах зарегистрировано увеличение устьичной апертуры под влиянием Ме-ЖАК [48]. С другой стороны, установлено, что 12-ОФДК (предшественник ЖАК) более эффективно индуцировала закрывание устьиц у арабидопсиса по сравнению с Ме-ЖАК [2].

Как отмечалось, в рецепции и трансдукции сигналов ЖАК ключевую роль играют гены JAR1, COI1 и MYC2. В то же время их значение в регуляции устьичного аппарата изучено недостаточно. Показано, что у мутантной линии арабидопсиса jar1-1 устьица были нечувствительны к обработке Ме-ЖАК, но закрывались под влиянием АБК, хотя и в меньшей степени, чем у растений дикого типа Col-0 [165]. У мутантов coi1 существенных изменений состояния устьиц при обработке Ме-ЖАК не происходило [27].

В наших исследованиях, выполненных на листьях растений арабидопсиса разных генотипов, показано, что под действием Ме-ЖАК в концентрациях 50–200 мкМ величина устьичной апертуры у растений дикого типа (Col-0) существенно уменьшалась. У мутантов jin1 и jar1 при обработке Ме-ЖАК в различных концентрациях показатели, характеризующие устьичную активность, почти не изменялись, хотя у генотипа coi1 отмечалась тенденция к некоторому уменьшению величины устьичной щели [166].

Влияние ЖАК на состояние устьичного аппарата реализуется с участием основных клеточных сигнальных посредников [48]. Так, достаточно давно установлено участие различных пулов кальция в проявлении эффекта закрывания устьиц у растений арабидопсиса при действии метилжасмоната [38]. Блокаторы кальциевых каналов рутениевый красный и хлорид лантана полностью снимали вызываемое обработкой фитогормоном закрывание устьиц. Этот эффект метилжасмоната полностью устранялся и при обработке эпидермиса антагонистом кальмодулина трифторперазином. В то же время обработка хелатором внеклеточного кальция ЭГТА лишь частично снимала эффект закрывания устьиц, вызываемый Ме-ЖАК.

Наряду с кальцием, посредниками в реализации эффектов жасмоната могут быть АФК и оксид азота. Обнаружено повышение содержания NO и пероксида водорода в замыкающих клетках у растений Arabidopsis thaliana и Vicia faba при обработке ЖАК или Ме-ЖАК [167, 168]. Считается, что усиление образования АФК при индуцировании устьичных реакций жасмонатом происходит в основном за счет повышения активности НАДФН-оксидазы [48].

В работе Лиу с соавт. [167] на эпидермисе листьев бобов, показано, что закрывание устьиц, вызываемое ЖАК, устранялось ингибитором NO-синтазы животных L-NAME. В наших исследованиях установлено, что индуцированное Ме-ЖАК уменьшение размера устьичной щели и количества открытых устьиц у растений арабидопсиса практически полностью устранялось предварительной обработкой клеток эпидермиса скавенджером оксида азота PTIO (2-phenyl-4,4,5,5-tetramethylimidazoline-1-oxyl-3-oxide) и частично ингибиторами NO-синтазы животных (L-NAME) и нитратредуктазы (вольфраматом натрия) [169]. Таким образом, полученные результаты показывают значение образования NO двумя основными путями (окислительным и восстановительным) в реализации эффектов Ме-ЖАК на состояние устьиц. Однако на эпидермисе Vicia faba было показано, что ингибирование нитратредуктазы не снимает эффект закрывания устьиц, вызываемый ЖАК [167]. Возможно, что вклад различных путей синтеза NO в замыкающих клетках может изменяться в зависимости от вида и возраста растений, а также экспериментальных условий.

В целом, влияние Ме-ЖАК на состояние устьиц опосредовано АФК и NO, образующимися с участием НАДФH-оксидазы, нитратредуктазы и, возможно, каталитического комплекса, по действию подобного NO-синтазе животных (рис. 3). Считается, что АФК оказывают влияние в первую очередь на кальциевые каналы плазматической мембраны, в то время как NO – на внутриклеточные кальциевые каналы [48]. Повышение концентрации кальция в цитозоле, происходящее за счет его поступления извне, а также из внутриклеточных компартментов приводит к активации анионных каналов S-типа, в результате чего происходит выход ионов из замыкающих клеток, приводящий к потере ими тургора и закрыванию устьиц (рис. 3).

Рис. 3.

Гипотетический механизм индуцирования закрывания устьиц Ме-ЖАК. NOS – фермент с каталитической активностью, подобной NO-синтазе животных; НР – нитратредуктаза; Ca²⁺-каналы ПМ – кальциевые каналы плазматической мембраны; ВК Ca²⁺-каналы – внутриклеточные кальциевые каналы. Пояснения в тексте.

Закрывание устьиц у растений может быть индуцировано не только засухой, но и засолением. Эффект осмотического стресса у растений в ответ на повышение концентрации солей в среде проявляется быстро и вызывает резкое снижение устьичной проводимости [170, 171]. Для выяснения возможной роли жасмонатного сигналинга в регуляции состояния устьиц при солевом стрессе исследовали влияние обработки хлоридом натрия листьев растений Arabidopsis thaliana дикого типа и мутантов, дефектных по жасмонатному сигналингу. 2–3-часовое воздействие NaCl индуцировало закрывание устьиц у растений дикого типа (Col-0). В то же время обработка NaCl листьев мутанта jin1 практически не влияла на состояние устьиц. У растений генотипа coi1 под влиянием соли происходило сравнительно небольшое уменьшение устьичной апертуры [172]. Возможно, что мутация по гену jin1, кодирующему транскрипционный фактор JIN1/MYC2, более существенно сказывается на процессах устьичной регуляции, поскольку, как уже отмечалось, этот белок участвует в трансдукции сигналов не только жасмоната, но и АБК [69, 173].

* * *

Изложенные факты позволяют заключить, что ЖАК и жасмонатному сигналингу принадлежит ключевая роль в адаптации растений к действию стрессоров различной природы, в том числе ко многим неблагоприятным абиотическим факторам. В последние годы была получена новая важная информация о синтезе и транспорте ЖАК и ее предшественников. Как известно, первые стадии синтеза ЖАК происходят в хлоропластах, их продуктом является 12-ОФДК. В настоящее время установлено, что 12-ОФДК транспортируется с помощью АТФ-связывающего белка-транспортера CTS в пероксисомы, где происходят заключительные стадии синтеза ЖАК [15]. Синтезированная в пероксисомах ЖАК высвобождается в цитоплазму. Основные ее физиологические эффекты связаны с превращением в Иле-ЖАК с помощью с помощью белка JAR1. Недавно установлено, что Иле-ЖАК через ядерную мембрану переносит белок AtJAT1 [15, 25]. Попадающий в ядро Иле-ЖАК взаимодействует с комплексом SCF/COI1, в результате чего происходит убиквитинирование репрессоров жасмонатного сигналинга JAZ и высвобождение ряда транскрипционных факторов (в первую очередь, MYCs), регулирующих экспрессию жасмонатиндуцибельных генов.

Широкий спектр адаптивных реакций, на которые влияют ЖАК и ее производные, может быть обусловлен ее способностью вызывать изменение содержания многих сигнальных посредников, в частности, кальция, АФК, газотрансмиттеров – NO, H₂S и CO. С другой стороны, есть основания полагать, что отдельные компоненты жасмонатного сигналинга вовлекаются в трансдукцию сигналов других посредников (рис. 2). Особенно ярким примером в этом отношении может быть транскрипционный фактор JIN1/MYC2 и, возможно, другие транскрипционные факторы семейства MYC, которые участвуют в трансдукции сигналов не только ЖАК, но и АБК [80], а также в реализации физиологических (стресс-протекторных) эффектов таких посредников-газотрансмиттеров как NO и H₂S [72].

Эффекты ЖАК также реализуются за счет функционального взаимодействия с другими фитогормонами. Особое значение в этом отношении имеет установленный сравнительно недавно эффект усиления накопления цитокининов, вызываемый ЖАК [57]. По всей вероятности, это смягчает вызываемое стрессорами ингибирование роста и таким образом ЖАК может способствовать балансу ростовых и адаптивных процессов. С другой стороны, ЖАК находится в антагонистических отношениях с ауксином и гибберелловой кислотой [6], что позволяет рассматривать ее все же как “гормон стресса”, а не “гормон роста”.

Особо важным и пока недостаточно изученным эффектом ЖАК является способность влиять на экспрессию генов большой группы регуляторных белков, необходимых для устойчивости растений к действию стрессоров: NAC, MYB, WRKY и других [125].

ЖАК способна индуцировать как относительно специфические, так и универсальные адаптивные реакции, в частности, влиять на редокс-гомеостаз и усиливать работу антиоксидантной системы. При этом особое значение может иметь активация жасмонатами вторичного метаболизма, что приводит к усилению синтеза фенольных соединений, в частности, флавоноидов и прочих метаболитов с антиоксидатными, мембранопротекторными и другими защитными функциями.

Помимо реакций, которые реализуются на молекулярном (биохимическом) уровне (например, индуцирование антиоксидантной системы), ЖАК и ее производные регулируют процессы, реализующиеся на уровне целого организма. К ним относится устьичные реакции. В их регуляции ЖАК и другие оксилипины, а также компоненты жасмонатного сигналинга могут иметь очень большое значение. Как уже отмечалось, отдельные оксилипины вызывают эффект закрывания устьиц в очень низких концентрациях [3]. ЖАК может индуцировать синтез АБК и устьичная реакция может быть опосредована именно этим гормоном [164]. С другой стороны, в реализации эффектов АБК (в том числе устьичных) принимает участие важный компонент жасмонатного сигналинга – транскрипционный фактор JIN1/MYC2 [69].

Ключевая роль ЖАК и ее производных в адаптации растений к стрессорам различной природы позволяет рассматривать их как перспективный инструмент для использования в растениеводстве. Привлекательным в этом отношении представляется очень широкий диапазон концентраций, в которых экзогенные ЖАК и Ме-ЖАК оказывают на растения стресс-протекторное влияние, индуцируя защитные системы (табл. 1). Широкий диапазон нетоксичных доз ЖАК и ее производных снижает вероятность передозировки при практическом применении. Однако пока использование ЖАК и ее производных в растениеводстве сдерживается их высокой стоимостью. В настоящее время ЖАК и ее производные применяются преимущественно для коррекции физиологического состояния растений, выращиваемых в основном в защищенном грунте. В то же время удешевление синтеза ЖАК создаст возможности для широкого их применения при выращивании полевых культур, особенно в неблагоприятных условиях. Кроме того, есть основания полагать, что интенсивное накопление данных о механизмах влияния ЖАК на ключевые регуляторные и протекторные системы растений, а также сведений о роли компонентов жасмонатного сигналинга в реализации эффектов других сигнальных молекул создаст новые теоретические предпосылки для целенаправленного повышения устойчивости культурных растений к действию стрессоров различной природы.