1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Почвоведение
  4. № 5, 2023

Почвоведение, 2023, № 5, стр. 550-566

Биотехнологический потенциал прокариотного компонента современных, реликтовых почв и грунтов Антарктиды

Н. А. Манучарова a, *, М. А. Коваленко a, М. Г. Алексеева a, А. Д. Бабенко a, А. Л. Степанов a

a МГУ им. М.В. Ломоносова
119991 Москва, Ленинские горы, 1, Россия

* E-mail: manucharova@mail.ru

Поступила в редакцию 17.10.2022
После доработки 04.01.2023
Принята к публикации 05.01.2023

Аннотация

Установлены закономерности распространения и зависимости функциональной активности метаболически активных прокариот от основных экологических факторов. В исследовании применяли молекулярно-биологические и биоинформатические подходы. Спектр исследуемых образцов включал современные почвы Волгоградской, Тульской, Московской областей, Сибири и северной части Центральной Камчатки, реликтовые местообитания Волгоградской области и Центральной Камчатки, многолетнемерзлые грунты Антарктиды, о. Кинг-Джордж. Рассматривали воздействие антропогенных и абиогенных нагрузок на развитие прокариотного сообщества. В почвах, подверженных антропогенным или абиогенным нагрузкам, наряду с сокращением разнообразия и численности прокариот установлено увеличение количества генов, маркирующих способность сообщества к биодеградации ксенобиотиков, а также генов, кодирующих превращения азота и уровень метаболизма кофакторов и витаминов. Бактериальный комплекс способен к нитрификации при высоком загрязнении почвы нефтью, а его роль возрастает в нижних слоях почвенного профиля. Археи играют ведущую роль в процессе нитрификации в ненарушенных почвах. Выявленные закономерности указывают на высокий метаболический потенциал прокариотного компонента рассматриваемых объектов и открывают возможности для биотехнологического использования штаммов, выделенных из реликтовых местообитаний.

Ключевые слова: бактерии, археи, функциональные гены, гидролитическое сообщество, нефть, азотный цикл

Список литературы

  1. Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Юрченко Е.Н., Якушев А.В., Манучарова Н.А., Лысак Л.В., Костина Н.В. Структура и функции бактериальных сообществ регрессивных пятен верхового торфяника. Микробиология. 2020. Т. 89. № 1. С. 111–120. https://doi.org/10.31857/S0026365620010061

  2. Кольцова Е.М. Cтруктурно-функциональная характеристика гидролитической составляющей реликтовых прокариотных сообществ. Дис. … канд. биол. наук. М., 2017. 139 с.

  3. Кряжевских Н.А., Демкина Е.В., Лойко Н.Г., Баслеров Р.В., Колганова Т.В., Соина В.С., Манучарова Н.А., Гальченко В.Ф., Эль-Регистан Г.И.Сравнение адаптационного потенциала изолятов из вечномерзлых осадочных пород Arthrobacter oxydans и Acinetobacter lwoffii и их коллекционных аналогов // Микробиология. 2013. Т. 82. № 1. С. 27–41. https://doi.org/10.7868/S0026365613010059

  4. Соляникова И.П., Сузина Н.Е., Мулюкин А.Л., Эль-Регистан Г.И., Головлева Л.А. ВлияниесостоянияпокоянаштаммPseudomonas fluorescens 26K – деструкторксенобиотиков // Микробиология. 2013. Т. 82. № 5. С. 552. https://doi.org/10.7868/S0026365613050145

  5. Феофилова Е.П. Торможение жизненной активности как универсальный биохимический механизм адаптации микроорганизмов к стрессовым воздействиям // Прикладная биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. № 1. С. 5–24. https://doi.org/10.1023/A:1021774523465

  6. Эль-Регистан Г.И. Покой как форма адаптации микроорганизмов // Механизмы выживания бактерий. М.: Медицина, 2005. С. 11–142. https://search.rsl.ru/ru/record/01002681279

  7. Эль-Регистан Г.И., Мулюкин А.Л., Николаев Ю.А., Сузина Н.Е., Гальченко В.Ф., Дуда В.И. Адаптогенные функции внеклеточных ауторегуляторов микроорганизмов // Микробиология. 2006. Т. 75. № 4. С. 446–456. https://doi.org/10.1134/S0026261706040035

  8. Abraham W.R., Nogales B., Golyshin P.N., Pieper D.H., Timmis K.N. Polychlorinated biphenyl-degrading microbial communities in soils and sediments // Curr. Opin. Microbiol. 2002. V. 5. № 3. P. 246–53. https://doi.org/10.1016/s1369-5274(02)00323-5

  9. Adair K.L. Schwartz E. Evidence that ammonia-oxidizing archaea are more abundant than ammonia-oxidizing bacteria in semiarid soils of northern Arizona, USA // Microb. Ecol. 2008. V. 56. P. 420–426. https://doi.org/10.1007/s00248-007-9360-9

  10. Anderson M.J. A new method for non-parametric multivariate analysis of variance // Austral. Ecol. 2001. V. 26. P. 32–46. https://www.pelagicos.net/MARS6300/homework/hw6/ Anderson_2001.pdf

  11. Bartilson M., Nordlund I., Shingler V. Nucleotide sequence and expression of the catechol 2,3-dioxygenaseencoding gene of phenol catabolizing Pseudomonas CF600 // Gene. 1989. V. 85. P. 233–238. https://doi.org/10.1016/0378-1119(89)90487-3

  12. Boden R., Hutt L.P., Rae A.W. Reclassification of Thiobacillusaquaesulis (Wood & Kelly, 1995) as Annwoodiaaquaesulis gen. nov., comb. nov., transfer of Thiobacillus (Beijerinck, 1904) from the Hydrogenophilales to the Nitrosomonadales, proposal of Hydrogenophilalia class. nov. within the 'Proteobacteria', and four new families within the orders Nitrosomonadales and Rhodocyclales // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2017. V. 67. P. 1191–1205. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.001927

  13. Bray J.R., Curtis J.T. An Ordination of the Upland Forest Communities of Southern Wisconsin // Ecol. Monogr. 1957. V. 27. № 4. P. 325–349. https://doi.org/10.2307/1942268

  14. Bürgmann H., Widmer F., Sigler W.V., Zeyer J. mRNA extraction and reverse transcription-PCR protocol for detection of nifH gene expression by Azotobacter vinelandii in soil // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 1928–1935. https://doi.org/10.1128/AEM.69.4.1928-1935.2003

  15. Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J., Bittinger K., Bushman F.D., Costello E.K., Fierer N. et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data // Nat. Methods. 2010. V. 7. № 5. P. 335–336. https://doi.org/.1038/nmeth.f.303

  16. Chen J., Del Genio A.D., Carlson B.E., Bosilovich M.G. The spatiotemporal structure of twentieth-century climate variations in observations and reanalyses. P. I: Long-term trend // J. Climate. 2008. V. 21. P. 2611–2633. https://doi.org/10.1175/2007JCLI2011.1

  17. DeSantis T.Z., Hugenholtz P., Larsen N., Rojas M., Brodie E.L., Keller K., Huber T. et al. Greengenes, a chimera-checked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARB // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. № 7. P. 5069–5072. https://doi.org/10.1128/AEM.03006-05

  18. Edgar R.C. Search and clustering orders of magnitude faster than BLAST // Bioinformatics. 2010. V. 26. № 19. P. 2460-1. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btq461

  19. Faith D.P., Baker A.M. Phylogenetic diversity (PD) and biodiversity conservation: some bioinformatics challenges // Evol. Bioinform. Online. 2006. V. 2. P. 121–128. https://doi.org/10.4137/ebo.s0

  20. Gaby J.C., Buckley D.H. A comprehensive aligned nifH gene database: a multipurpose tool for studies of nitrogen-fixing bacteria // Database (Oxford). 2014. V. 2014. P. bau001. https://doi.org/10.1093/database/bau001

  21. Hallin S., Jones C. M., Schloter M., Philippot L. Relationship between n-cycling communities and ecosystem functioning in a 50-year-old fertilization experiment // ISME J. 2009. V. 53. P. 597–605. https://doi.org/10.1038/ismej.2008.128

  22. Harayama S., Rekik M. Bacterial aromatic ring cleavage enzymes are classified into two different gene families // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 15328–15333. https://www.jbc.org/article/S0021-9258(19)84830-5/pdf

  23. Hendrickx B., Junca H., Vosahlova J., Lindner A., Ruegg I., Bucheli-Witschel M., Faber F. et al. Alternative primer sets for PCR detection of genotypes involved in bacterial aerobic BTEX degradation: Distribution of the genes in BTEX degrading isolates and in subsurface soils of a BTEX contaminated industrial site // J. Microbiol. Methods. 2006. V. 64. P. 250–265. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2005.04.018

  24. Henry S., Baudouin E., López–Gutiérrez J.C., Martin–Laurent F., Brauman A., Philippot L. Quantification of denitrifying bacteria in soils by nirK gene targeted real-time PCR // J. Microbiol. Methods. 2004. V. 59. P. 327–335. https://doi.org/10.1016/J.MIMET.2004.07.002

  25. Hiraishi A., Ueda Y. Rhodoplanes gen. nov., a new genus of phototrophic bacteria including Rhodopseudomonasrosea as Rhodoplanesroseus comb. nov. and Rhodoplaneselegans sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. V. 44. P. 665–673. https://doi.org/10.1099/00207713-44-4-665

  26. Kanehisa M., Goto S., Sato Y., Furumichi M., Tanabe M. KEGG for integration and interpretation of large-scale molecular data sets // Nucleic Acids Res. 2012. V. 40. Database issue. P. 109–114. https://doi.org/10.1093/nar/gkr988

  27. Kaprelyants A.S., Mukamolova G. V., Davey H.M., Kell D.B. Quantitative analysis of the physiological heterogeneity within starved cultures of Micrococcus luteus by flow cytometry and cell sorting // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. № 4. P. 1311–1316. https://doi.org/10.1128/aem.62.4.1311-1316.1996

  28. Kok M., Oldenhuis R., van der Linden M. P. G., Raatjes P., Kingma J., van Lelyveld P.H. The Pseudomonas oleovorans alkane hydroxylase gene, sequence and expression // J. Biological Chem. 1989. V. 264. P. 5435–5441. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)83564-5

  29. Langille M., Zaneveld J., Caporaso J.G., McDonald D., Knights D., Reyes J., Clemente J., Burkepile D. et al. Predictive functional profiling of microbial communities using 16S rRNA marker gene sequences // Nat. Biotechnol. 2013. V. 31. № 9. P. 814–821. https://doi.org/10.1038/nbt.2676

  30. Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Belov A.A., Kamenskiy N.N., Arzamazova A.V., Zenova G.M., Kinzhaev R.R., Trofimov S.Y., Stepanov A.L. Prokaryotic component of oil-contaminated oligotrophic peat soil under different levels of mineral nutrition: biomass, diversity, and activity // Eurasian Soil Science. 2021. V. 54. № 1. P. 89–97. https://doi.org/10.31857/s0032180x2101010x

  31. Markowitz V.M., Chen I.-M.A., Palaniappan K., Chu K., Szeto E., Grechkin Y., Ratner A. et al. IMG: the Integrated Microbial Genomes database and comparative analysis system // Nucleic Acids Res. 2012. V. 40. Database issue. P. D115-22. https://doi.org/10.1093/nar/gkr1044

  32. McIlroy S.J., Nielsen P.H. The Prokaryotes / Eds E. Rosenberg et al. Berlin: Springer, 2014. P. 863–889. https://doi.org/10.1007/978-3-642-39044-9

  33. Nichols D., Lewis K., Orjala J., Mo S., Ortenberg R., O’Connor P., Zhao C., Vouros P., Kaeberlein T., Epstein S.S. Short peptide induces an “uncultivable” microorganism to grow in vitro // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. № 15. P. 496. https://doi.org/10.1128/AEM.00393-08

  34. Pantanella F., Berlutti F., Passariello C., Sarli S., Morea C., Schippa S.Violacein and biofilm production in Janthinobacteriumlividum // J. Appl. Microbiol. 2007. V. 102. № 4. P. 992–999. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2006.03155.x

  35. Price M.N., Dehal P.S., Arkin A.P. FastTree 2 – Approximately Maximum-Likelihood Trees for large alignments // PLoS One. 2010. V. 5. № 3. P. e9490. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0009490

  36. Rotthauwe J., Witzel K. The ammonia monooxygenase structural gene amoA as a functional marker: Molecular fine-scale analysis of natural ammonia-oxidizing populations // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 4704–4712. https://doi.org/10.1128/aem.63.12.4704-4712.1997

  37. Somanadhan B., Kotturi S.R., Yan Leong C., Glover R.P., Huang Y., Flotow H., Buss A.D., Lear M.J., Butler M.S. Isolation and synthesis of falcitidin, a novel myxobacterial-derived acyltetrapeptide with activity against the malaria target falcipain-2 // J. Antibiot. (Tokyo). 2013. V. 66. № 5. P. 259–264. https://doi.org/10.1038/ja.2012.123

  38. Su X., Chen X., Hu J., Shen C., Ding L. Exploring the potential environmental functions of viable but non-culturable bacteria // World J. Microbiol. Biotechnol. 2013. V. 29. № 12. P. 2213–2218. https://doi.org/10.1007/s11274-013-1390-5

  39. Takashi Itoh, Kaoru Yamanoi, Takuji Kudo, Moriya Ohkuma, Tomonori Takashina. Aciditerrimonas ferrireducens gen. nov., sp. nov., an iron-reducing thermoacidophilic actinobacterium isolated from a solfataric field // Int. J. Systematic Evolutionary Microbiol. 2011. V. 61 P. 1281–1285. https://doi.org/10.1099/ijs.0.023044-0

  40. Wang Q., Garrity G.M., Tiedje J.M., Cole J.R. Naive Bayesian Classifier for Rapid Assignment of rRNA Sequences into the New Bacterial Taxonomy // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. № 16. P. 5261–5267. https://doi.org/10.1128/AEM.00062-07

  41. Whyte L.G., Schultz A., van Beiden J.B., Luz A.P., Pellizari V., Labbé D., Greer C.W. Prevalence of alkane monooxygenase genes in Arctic and Antarctic hydrocarbon-contaminated and pristine soils // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 41. P. 141–150. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2002.tb00975.x

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Почвоведение

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал