1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Почвоведение
  4. № 7, 2023

Почвоведение, 2023, № 7, стр. 853-863

Изменение структуры прокариотного сообщества нефтезагрязненного чернозема при внесении нитрата и хлорида калия

А. П. Власова a, *, К. В. Павлов a, Е. В. Морачевская a, Д. Н. Липатов a, Л. А. Поздняков a, Н. А. Манучарова a, **

a МГУ им. М.В. Ломоносова
119991 Москва, Ленинские горы, 1, Россия

* E-mail: anastasya.nast-vlasova@yandex.ru
** E-mail: manucharova@mail.ru

Поступила в редакцию 29.09.2022
После доработки 12.03.2023
Принята к публикации 12.03.2023

Аннотация

В лабораторном эксперименте изучено влияние солей нитрата и хлорида калия на структуру метаболически активного прокариотного сообщества чернозема, загрязненного нефтью. Объектами исследования служили образцы чернозема, отобранные в Воронежской области. Рассматривали филогенетическое и функциональное разнообразие прокариотного комплекса чернозема, загрязненного нефтью, при внесении нитрата и хлорида калия в условиях слабощелочной реакции среды. Загрязнение чернозема нефтью в количестве 5% от массы почвы приводило к подщелачиванию среды от 7.1 до 7.9. Внесение нитрата и хлорида калия, как раздельно, так и совместно в суммарной дозе 2 ммоль/100 г почвы снимало этот негативный эффект. Совместное внесение нитрата и хлорида калия приводило к двукратному увеличению биомассы метаболически активных клеток прокариот и числа копий функциональных генов, отвечающих за синтез ферментов алканмонооксигеназ, участвующих в разложении нефти. В присутствии нефти выявлено формирование специфического комплекса бактерий, в котором преобладали представители Actinobacteria (Rhodococcus erythropolis) и Alphap-roteobacteria (Bradyrhizobium japonicum). Rhodococcus erythropolis и Bradyrhizobium japonicum, являясь автохтонными организмами в незагрязненной почве, начали занимать доминирующие позиции в нефтезагрязненных образцах, а внесение нитратов усилило этот эффект.

Ключевые слова: ремедиация нефтезагрязненных почв, типичный чернозем, прокариоты, легкорастворимые соли, функциональные гены, алканмонооксигеназы

Список литературы

  1. Добровольская Т.Г. Структура бактериальных сообществ почв. М.: Академкнига, 2002. 281 с.

  2. Егоров В.В., Иванова Е.Н., Фридланд В.М. Классификация и диагностика почв СССР. М.: Колос, 1977. 221 с.

  3. Коршунова А.В. Рибосомные и кодирующие белки гены (gyrB, alkB и parE) бактерий рода Geobacillus и использование их в таксономии и экологии. Дис. … канд. биол. наук. М., 2014. 124 с.

  4. Amann R.I., Binder B.J., Olson R.J., Chisholm S.W., Devereux R., Stahl D.A. Combination of 16S rRNA-Targeted Oligonucleotide Probes with Flow Cytometry for Analyzing Mixed Microbial Populations // Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 1919–1925. https://doi.org/10.1128/aem.56.6.1919-1925

  5. Daims H., Bruhl A., Amann R., Schleifer K., Wagner M. The domain-specific probe EUB338 is insufficient for the detection of all Bacteria: development and evaluation of a more comprehensive probe set // Systematic Appl. Microbiol. 1999. V. 22. № 3. P. 434–444. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(99)80053-8

  6. Dedysh S.N., Panikov N.S., Tiedje J.M. Acidophilic Methanotrophic Communities from Sphagnum Peat Bogs // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. № 3. P. 922–929. https://doi.org/10.1128/AEM.64.3.922-929.1998

  7. Dedysh S.N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S., Liesack W. Phylogenetic Analysis and In Situ Identification of Bacteria Community Compositioninan Acidic Sphagnum Peat Bog // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. № 3. P. 2110–2117. https://doi.org/10.1128/AEM.72.3.2110-2117.2006

  8. Hopper W., Mahadevan A. Degradation of catechin by Bradyrhizobium japonicum // Biodegradation. 1997. № 8. P. 159–165. https://doi.org/10.1023/A:1008254812074

  9. Juretschko S., Loy A., Lehner A., Wagner M. The microbial community composition of a nitrifying-denitrifying activated sludge from an industrial sewage treatment plant analyzed by the full-cycle rRNA approach // Systematic Appl. Microbiol. 2002. V. 25. № 1. P. 84–99. https://doi.org/10.1078/0723-2020-00093

  10. Kok M., Oldenhuis R., vander Linded M.P.G., Meulenberg C.H.C., Kingma J., Witholt B. The Pseudomonas oleovorans alkBAC operon encodes two structurally related rubredoxins and an aldehyde dehydrogenase // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. № 10. P. 5442–5451. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)83565-7

  11. Laczi K., Kis Á., Horváth B. et al. Metabolic responses of Rhodococcuserythropolis PR4 grown on diesel oil and various hydrocarbons // Appl. Microbiol Biotechnol. 2015. V. 99. № 22. P. 9745–9759. https://doi.org/10.1007/s00253-015-6936-z

  12. Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Belov A.A., Kamenskiy N.N., Arzamazova A.V., Zenova G.M., Kinzhaev R.R., Trofimov S.Y., Stepanov A.L. Prokaryotic component of oil-contaminated oligotrophic peat soil under different levels of mineral nutrition: biomass, diversity, and activity // Eurasian Soil Science. 2021. V. 54. № 1. P. 89–97.https://doi.org/10.31857/s0032180x2101010x

  13. Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Karimov T.D., Vlasova A.P., Zenova G.M., Stepanov A.L. Changes in the phylogenetic structure of the metabolically active prokaryotic soil complex induced by oil pollution // Microbiology. 2020. V. 89. № 2. P. 219–230. https://doi.org/10.31857/S0026365620020093

  14. Manz W., Amann R., Ludwig W., Vancanneyt M., Schleifer K.H. Application of a suite of 16S rRNA-specific oligonucleotide probes designed to investigate bacteria of the phylum cytophaga-flavobacter-bacteroides in the natural environment // Microbiology. 1996. V. 142. P. 1097–1106. https://doi.org/10.1099/13500872-142-5-1097

  15. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.H. Phylogenetic Oligodeoxynucleotide Probes for the Major Subclasses of Proteobacteria: Problems and Solutions // Systematic Appl. Microbiol. 1992. V. 15. I. 4. P. 593–600. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(11)80121-9

  16. Meier H., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H. Specific Oligonucleotide Probes for in situ Detection of a Major Group of Gram-positive Bacteria with low DNA G + C Content // Systematic Appl. Microbiol. 1999. V. 22. I. 2. P. 186–196. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(99)80065-4

  17. Monciardini P., Sosio M., Cavaletti L., Chiocchini C., Donadio S. New PCR primers for the selective amplification of 16S rDNA from different groups of actinomycetes // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 42. № 3. P. 419–429. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2002.tb01031.x

  18. Neef A., Amann R., Schlesner H., Schleifer K.H. Monitoring a widespread bacterial group: In situ detection of planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes // Microbiology. 1998. V. 144. I. 12. P. 3257–3266. https://doi.org/10.1099/00221287-144-12-3257

  19. Rabus R., Wilkes H., Schramm A. et al. Anaerobic utilization of alkylbenzenes and n-alkanes from crude oil in an enrichment culture of denitrifying bacteria affiliating with the beta-subclass of Proteobacteria // Environ. Microbiol. 1999. V. 1. № 2. P. 145–157. https://doi.org/10.1046/j.1462-2920.1999.00014.x

  20. Roller C., Wagner M., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H. In situ probing of Gram-positive bacteria with high DNA G + C content using 23S rRNA-targeted oligonucleotides // Microbiology. 1994. V. 140. I. 10. P. 2849–2858. https://doi.org/10.1099/00221287-140-10-2849

  21. Stahl D.A. Amann R. Development and application of nucleic acid probes. In Nucleic acid techniques in bacterial systematics / Eds. Stackebrandt E., Goodfellow M. Wiley, 1991. P. 205–248.

  22. Weller R., Glöckner F.O., Amann R. 16S rRNA-Targeted Oligonucleotide Probes for the in situ Detection of Members of the Phylum Cytophaga-Flavobacterium-Bacteroides // Systematic Appl. Microbiol. 2000. V. 23. I. 1. P. 107–114. https://doi.org/10.1016/S0723-2020(00)80051-X

  23. Whyte L.G., Schultz A., Beilen J.B. et al. Assessment of the bio degradation potential of psychrotrophic microorganisms // Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. № 2. P. 99–106. https://doi.org/10.1139/m96-016

  24. Whyte L.G., Schultz A., Beilen J.B. et al. Prevalence of alkane monooxygenase genes in Arctic and Antarctic hydrocarbon-contaminated and pristine soils // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 41. № 2. P. 41–50. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2002.tb00975.x

  25. Whyte L.G., Smits T.H., Labbé D., Witholt B., Greer C.W., van Beilen J.B. Gene cloning and characterization of multiple alkane hydroxylase systems in Rhodococcus strains Q15 and NRRL B-16531 // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 12. P. 5933–5942. https://doi.org/10.1128/AEM.68.12.5933-5942.2002

  26. Zhili He, Liyou Wu, Matthew W. Fields, Jizhong Zhou. Use of Microarrays with Different Probe Sizes for Monitoring Gene Expression // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. № 9. P. 5154–5162. https://doi.org/10.1128/AEM.71.9.5154-5162.2005

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Почвоведение

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал